У дома » Лабораторни изследвания » Разрешителни за изследване на малки лабораторни животни. Хигиена на лабораторни животни. Правила за лична хигиена на служителите на вивариума

Разрешителни за изследване на малки лабораторни животни. Хигиена на лабораторни животни. Правила за лична хигиена на служителите на вивариума

Съдържанието на животните в разсадниците трябва, доколкото е възможно, да съответства на условията на тяхното съществуване в природата. Тази разпоредба се отнася особено за диви, диви животни и птици (диви гълъби, врабчета, домашни сиви мишки и плъхове). При неблагоприятни условия за отглеждане и хранене тези животни бързо умират в плен (особено врабчета и сиви мишки). Предпоставка успешна работаразсадник е стриктно спазване на всички ветеринарно-санитарни, зоотехнически и зоохигиенни правила. Последните предвиждат отглеждане на животните в просторни, светли, сухи и чисти клетки, в добре проветриви помещения с нормална температура, рационално и пълноценно хранене и профилактични мерки за предотвратяване на различни заболявания. От голямо значение за разсадника е добрият състав на производителите (мъжки и женски).

Детската стая (вивариум) трябва да има няколко отделения за съхранение различни видовеживотни (зайци, морски свинчета, мишки и др.). Структурата на вивариума включва:

1. отделение за карантина и адаптация на новопостъпили животни;

2. експериментална биологична клиника за отглеждане на животни в експеримента;

3. изолатори за подозр инфекциозни заболяванияи очевидно болни животни, чието унищожаване според условията на експеримента е нежелателно;

4. експериментална зала (или манипулационна зала), в която се извършват претегляне, термометрия, инфекция, ваксинация на животни, вземане на кръвни проби и някои други процедури.

Оборудването на експерименталната зала се определя във всеки конкретен случай от задачите и условията на провежданите научни изследвания.

Карантинното отделение, опитното отделение и изолаторът за заразени животни са разположени в помещения, които са строго изолирани едно от друго и от всички останали помещения на вивариума.

В допълнение към основните структурни единици, изброени по-горе, вивариумът трябва да включва:

а) хранителна кухня, състояща се от две съседни помещения за обработка и производство на фуражи с независим достъп до коридора от всяка стая, килер със специално оборудвани сандъци (метални или тапицирани отвътре с калай) и хладилници за съхранение на фуражни запаси,

б) дезинфекционно-миечно отделение от 2 помещения, обединени от преходен автоклав или сухоточна камера.

Работата на отдела за дезинфекция и измиване се определя от състоянието на материала, който влиза в обработката. Заразеният материал, като клетки, постелки, хранилки, първо се дезинфекцира и след това се подлага на механично почистване и измиване. Материалът, който не представлява риск от инфекция, първо се подлага на механично почистване и след това (ако е необходимо) се стерилизира.

Перилното помещение в правилно организиран вивариум има улей за боклук за отстраняване на канализацията и мотокар за доставяне на материали и оборудване до вивариума.

До отделението за дезинфекция и миене има склад за чист (резервен) инвентар с клетки, поилки, хранилки и др., сервизни помещения и санитарен възел (душ и тоалетна) за персонала.

В съответствие със съществуващите санитарни правила, вивариумът се намира в отделна сграда или на последен етажлабораторен корпус. При поставяне на вивариум в лабораторна сграда той трябва да бъде напълно изолиран от всички останали помещения.

Глава 13

(Извлечение от правилника на Главния отдел по ветеринарна медицина на Министерството селско стопанствоСССР, одобрен на 24 юни 1971 г.)

Ако е необходимо, установете или потвърдете причината за заболяване или смърт на животни (включително птици, животни, пчели, риби), ако има съмнение за инфекциозно или паразитно заболяване или отравяне ветеринарен лекар(фелдшер) е длъжен да вземе съответния патологичен материал и да го изпрати във ветеринарномедицинска лаборатория за изследване.

Във всички случаи на вземане и изпращане на материал специалистът трябва да се ръководи от правилата, посочени по-долу, както и от съответните инструкции за борба с болестите по животните.

Вземане и изпращане на патологичен материал за бактериологично и вирусологично изследване. Патологичният материал се взема със стерилни инструменти в стерилни съдове. Повърхността на органа (тъканта), от която ще се вземе патологичен материал, се изгаря на мястото на разреза върху пламък или се обгаря с нагрята метална пластина.

Патологичният материал се взема възможно най-скоро след смъртта на животното, особено през топлия сезон. Когато разлагането е започнало, материалът за изследване е неподходящ.

Материалът се изпраща в лабораторията в неконсервиран вид. Ако е невъзможно материалът да бъде доставен в лабораторията в следващите 24-30 часа, той може да бъде консервиран.

За бактериологично изследванепатологичният материал (органи или техни части) се съхранява в 30% воден разтвор на химически чист глицерол. Водата се стерилизира предварително чрез варене или автоклавиране за 30 минути. Стерилното вазелиново масло може да се използва и като консервант. Материалът се залива с консервираща течност в количество 4-5 пъти обема му.

Материалът, предназначен за вирусологично изследване, се съхранява в 30-50% разтвор на химически чист глицерол във физиологичен разтвор. Физиологичен разтворпредварително стерилизирани в автоклав при 120 °C за 30 минути.

Труповете на дребни животни (прасета, агнета, телета), както и труповете на дребни животни се изпращат цели в непропускливи контейнери.

Тръбните кости се изпращат непокътнати с непокътнати краища. Предварително се почистват добре от мускулите и сухожилията и се увиват в марля или плат, навлажнени с дезинфекцираща течност (5% разтвор на карболова киселина). Костите също могат да се поръсят с натриев хлорид ( готварска сол) и увийте в кърпа или марля.

Черва преди изпращане за бактериологично и вирусологични изследванияосвобождава се от съдържанието, а краищата му се завързват. За изследване се изпращат части от червата с най-характерни патологични промени. Поставят се в буркани с 30-40% воден разтвор на глицерин или наситен воден разтвор на натриев хлорид. Обемът на консервиращата течност трябва да увеличи обема на взетия материал 5-7 пъти.

Изпражненията за изследване се изпращат в стерилни чаши, епруветки или буркани, които са покрити с пергаментова хартия. От труповете на животните изпражненията могат да бъдат изпратени в парче неотворено черво, завързано в двата края. Изпражненията трябва да бъдат доставени в лабораторията не по-късно от 24 часа след вземането им.

При изпращане за изследване на кожни участъци най-засегнатите части от нея се вземат с размери 10 х 10 cm и се поставят в стерилен, херметически затворен контейнер.

Кръв, гной, слуз, урина, жлъчка и други течни патологични материали за бактериологични и вирусологични изследвания се изпращат в запечатани пипети на Пастьор, стерилни епруветки или във флакони, плътно затворени със стерилни гумени запушалки.

Предметните стъкла се варят 10-15 минути в 1-2% воден разтвор на сода, след което се измиват обилно. чиста вода, избърсват се и се поставят в разтвор от спирт и етер, взети по равни части, където се съхраняват до употреба.

Кръвта се взема от вената на ушната мида или от ръба на върха на ухото, при птици - от повърхността на гребена или от аксиларната вена. Вълната на мястото на вземане на кръв се изрязва, кожата се избърсва с памучни тампони, първо навлажнени с алкохол и след това с етер. Инструментите (игли, скалпел) трябва да са стерилни.

Първата капка кръв се отстранява със стерилен памук (изключение се прави при изследване на кръвта за пироплазмоза, когато първата капка кръв се взема за цитонамазка), а следващата свободно изпъкнала капка се взема върху предварително приготвено предметно стъкло. чрез бързо и леко докосване на капката върху стъклената повърхност. След това чашата бързо се обръща с капка и се държи между пръстите на лявата ръка хоризонтално положение. Левият ръб на капката се докосва под ъгъл от 45° със земния ръб на друго предметно стъкло (или покривно стъкло). Веднага след като капката се разпредели равномерно по ръба на това стъкло, тя бързо се пренася по повърхността на предметното стъкло отляво надясно, без да го довежда до ръба с 0,5-1 см. Ширината на петната трябва да е по-тесен от предметното стъкло. За всяка нова цитонамазка се взема свежа капка кръв.

Готовите кръвни петна се изсушават само на въздух. През студения сезон намазките се правят в топла стая или върху чаши, загряти върху капака на топъл стерилизатор.

Методът на фиксиране на намазката зависи от целта на изследването.

Правилно приготвените кръвни натривки трябва да бъдат тънки, еднородни и с достатъчна дължина. Върху изсъхнали натривки и отпечатъци се прави надпис с остър предмет с номера или името на животното и датата на изготвяне на натривката.

Натривки от тъкани, гной, органи и различни секрети се приготвят чрез намазване на материала върху предметно стъкло със стерилна пръчица или ръба на друго предметно стъкло до тънък слой. Частици от органи с плътна консистенция, твърди възли и вискозен материал се поставят между две предметни стъкла и се търкат. След това стъклата се разделят чрез издърпване в противоположни посоки в хоризонтална посока. Получават се два доста тънки щриха. Понякога се правят отпечатъци. За целта парче от органа, отрязано с остър скалпел, се улавя с пинсети и върху стъклото се правят няколко тънки отпечатъка със свободната повърхност на парчето.

Вземане на материал за патологохистологично изследване. Материалът се взема от пресни трупове или умрели животни не по-късно от 12, а през лятото - 2-3 часа след смъртта от тези органи или тъкани, където патологични промени, както и от основните паренхимни органи. От различни части на патологично променени органи (тъкани) се изрязват малки тънки (с дебелина не повече от 1-2 см) парчета. Заедно със засегнатите участъци от тъканта се улавя и нормалната тъкан, съседна на нея. Когато режете парче, вземете предвид микроскопична структура(структура) на определен орган (тъкан). И така, парчета от бъбрек, надбъбречна жлеза, лимфен възелвземете така, че да паднат и двата слоя - кортикален и церебрален; от мозъка - сиво и бяло вещество; от далака - бяла и червена пулпа; от белия дроб - части от органа с бронхите и плеврата. От сърцето се вземат няколко парчета: от мускулите на дясната и лявата камера, дясното и лявото предсърдие, папиларните мускули и областта на клапата. От всички органи по време на ексцизията се улавя и тяхната капсула. От различни отдели стомашно-чревния трактизрязват се парченца с размери 2 х 3 см. и преди потапяне във фиксиращата течност се опъват върху картон и се зашиват с бели конци.

Взетият материал се поставя във фиксираща течност (10% воден разтворнеутрален формалин), чийто обем е 4-5 пъти обема на взетия материал. През студения сезон, за да се избегне замръзване по време на транспортиране, материалът, профилиран във формалин, се прехвърля в 30-50% разтвор на глицерин (приготвен в 10% разтвор на формалин), 70% алкохол или наситен разтвор на натриев хлорид.

Ако няма формалин, тогава 96% се използва като фиксираща течност. етанолили ацетон. При използване на алкохол дебелината на парчетата не трябва да надвишава 0,5 см. За хистохимични изследвания патологичният материал може да се фиксира и в течност на Карнуа (абсолютен алкохол - 60 ml, хлороформ - 30 ml и оцетна киселина- 10 ml) или в течност на Bouin (концентрирана пикринова киселина - 15 ml, формалин - 5 ml, ледена оцетна киселина - 1 ml). Фиксиращата течност се сменя всеки ден, докато стане бистра. Оптималната температура на фиксиране е 37°C.

Патологичният материал се фиксира в стъкло или, в краен случай, в глинени съдове.

Върху буркан с части от органи и тъкани се залепва етикет, на който е посочен номерът или името на животното и на кого принадлежи, а вътре се спуска парче дебела хартия или картон с изписан номер на животното. върху него с обикновен (не химически) молив.

В съдовете е възможно да се поставят няколко изследователски обекта от различни животни само ако всеки от тях е завързан в марля заедно с отделен етикет.

Опаковане и транспортиране на патологичен материал. Трупове на малки животни, части от трупове на големи животни и отделни телав прясна (нефиксирана) форма се изпращат за изследване в лабораторията само с куриер. Изпратен материал, особено от животни със съмнение за заболяване заразна болест, внимателно опаковани в плътна дървена или метална кутия, за да се предотврати възможността за разпространение на инфекциозния агент при транспортиране. Преди опаковането материалът се увива в платно или чул, навлажнен с дезинфекционен разтвор(фенолен креолин, лизол, варно мляко), увити в целофан или найлоново фолио и поставени в кутия със стърготини, плява или дървени стърготини.

Части от органи, течности, изпратени до лабораторията по пощата във фиксирана или консервирана форма, се поставят в херметически затворени стъклени съдове с шлифовани стъклени, пластмасови, гумени или коркови запушалки. Корковата тапа се закрепва с тел или канап и се запълва с менделеев кит (уплътнителен восък, катран, парафин или восък), така че капачката да не пропуска течност. Запушените съдове се поставят в плътно затворена кутия, плътно покрита с памучна вата, кълчища, талаш, дървени стърготини или друг опаковъчен материал.

При изпращане по пощата или по куриер на патологичен материал от животни, за които има съмнение за инфекциозно заболяване, или очевидно заразен материал, опаковката трябва да гарантира доставянето на материала непокътнат и да изключва възможността за разпространение на инфекциозни агенти. На предната страна на пратката в горната част трябва да има надписи: „Внимание - стъкло“ и „Отгоре“.

Стъклария, съдържаща изпратения материал със съмнение за наличие на особено опасни заболявания (сок, антракс, емфизематозен карбункул, бруцелоза, туларемия, голяма пневмония говеда, чума по говедата, чума по свинете, псевдочума по птиците, шап, бяс), трябва да бъдат опаковани в метална кутия, която се запечатва, запечатва или запечатва, след което се опакова в дървена кутия.

Ако такъв материал се изпраща с куриер, той се поставя в стъклени съдове, херметически затворен и поставен в дървена кутия.

Вземане и изпращане на патологичен материал при съмнение за отравяне. Съмнението за отравяне може да причини следните симптоми:

а) характерната миризма на съдържанието на стомаха (горчив бадем, чесън-хлороформ и др., С изключение на миризмата на използваните лекарства);

б) цветът на съдържанието на стомаха: жълт (от азотна и пикринова киселина, хромни соли), зелен, син (от медни соли) или друг цвят;

в) кърваво съдържание на стомаха;

г) съмнителни включвания в съдържанието на стомаха - бели кристали сублимат и стрихнин, неразтворени бели кристали арсен;

д) подута, уголемена, отпусната, лесно разкъсваща се сиво-жълта и др. лигавица на стомаха, бъбреците, сърцето;

д) лезии на началните участъци храносмилателен тракт (устната кухина, хранопровод, стомах);

ж) промяна в цвета и консистенцията на кръвта.

При съмнение за отравяне материалът от труповете на умрели животни се изпраща в лабораторията за химични и хистологични изследвания. В същото време, за да се определи източникът на отравяне, се изпращат всички фуражи (1 kg фураж от всеки вид), които са били хранени на животни. Не забравяйте да изпратите остатъчен фураж от хранилката.

За химически изследвания следният материал се изпраща в лабораторията в отделни буркани:

а) част от хранопровода и засегнатата част на стомаха със съдържимо (в размер на 0,5 kg), а от едър рогат добитък и дребен рогат добитък и камили - част от хранопровода, абомасума и малко количество съдържание от различни местаабомасум, белег.

Стомахът и съдържанието му се вземат в следния ред.

При аутопсия след преглед вътрешни органилигирайте хранопровода и дванадесетопръстникаблизо до стената на стомаха (две лигатури) и се разрязват между тях. Стомахът се отстранява и се поставя в кювети, след което се отваря. Съдържанието на стомаха се смесва предварително (без да се изважда от стомаха) (не могат да се използват метални предмети), след което внимателно, за да не се замърси, се взема част от него;

б) сегмент тънко черво(до 40 см дължина) в най-засегнатата част, заедно със съдържанието (до 0,5 кг);

в) сегмент от дебелото черво (с дължина до 40 cm) в най-засегнатата част, заедно със съдържимото (до 0,5 kg);

г) част от черния дроб (0,5-1 кг) с жлъчен мехур(от едри животни), цял черен дроб (от дребни животни);

д) урина в количество 0,5 л;

ж) скелетни мускули в количество 0,5 кг.

Освен това, в зависимост от характеристиките на предполагаемото отравяне, те допълнително изпращат:

а) при съмнение за отравяне през кожата (чрез инжектиране) - част от кожата, тъканта и мускулите от мястото на предполагаемото въвеждане на отровата;

б) при съмнение за газово отравяне (въглероден дисулфид и др.) - най-пълнокръвната част на белия дроб (в количество 0,5 kg), трахея, част от сърцето, 200 ml кръв, част от далака и мозък. От малки животни (вкл<9к числе и от птиц) берут органы целиком.

При отваряне на изкопан от земята труп на животно се вземат: запазени вътрешни органи в количество до 1 кг; скелетни мускули в размер на 1 кг, земята под трупа 0,5 кг от две до три места.

За хистологично изследване изпратете малки парченца с размери 1 х 3 х 5 см от следните органи: черен дроб; бъбреци (задължително с наличието на кортикална и медула); сърца; бял дроб; далак; език; хранопровод стомаха; тънко и дебело черво; скелетни мускули; лимфни възли; мозък (половината от мозъка в стерилен буркан).

Вземат се парчета от засегнатите области на органите и на границата с тях от незасегнатата част на тъканта и се поставят в 10% разтвор на формалин (на базата на 1 част от патологичния материал 10 части разтвор на формалин).

При съмнение за отравяне с вещества за борба с вредители по земеделието, минерални торове, бои се изпращат проби в количество от 100 до 1000 g.

От болни животни, при съмнение за отравяне, изпращат: повръщане, за предпочитане първите порции; урина (цялото количество, което е получено); изпражнения в размер на 0,5 kg; стомашно съдържание, получено през езофагеална тръба; храна и вещества, които могат да причинят отравяне.

При съмнение, че е настъпило отравяне в резултат на консумация на отровни растения, се вземат проби от растения за ботанически анализ. За целта върху тревата на ливада или пасище в местата за паша се поставя дървена рамка с вътрешен размер 1 m2. Всички растения, които са вътре в рамката, се отрязват в корена. Ако тревата е от един и същи вид, се взема проба от 1 ха ливада или пасище на 3-5 места, при различни видове трева броят на пробите се увеличава, за да се обхванат по-добре различните растения и средна пробата е изпратена.

Ако взетата за изследване проба от билки може да бъде доставена в лабораторията до няколко часа, билката се изпраща сурова.В противен случай пробите се изсушават и се доставят сухи.Билковите проби се изпращат в кутии или плетени кошници.

Пробите се вземат от ветеринарен специалист или специалист по животновъдство.

Материалът, взет за химични изследвания, не трябва да се мие и съхранява заедно с метални предмети; изпраща се в чист неконсервиран вид. Материалът от животински произход може да бъде запазен само ако бъде доставен в лабораторията не по-рано от 3-4 дни след вземането. За запазване на материала се използва ректифициран спирт в съотношение 1 част алкохол към 2 части от материала. Едновременно с това се изпраща проба алкохол (не по-малко от 50 гр.), с която се консервира материала.

Невъзможно е да се използват два консерванта, тъй като те самите са отрови (хлороформ) или унищожават някои отрови (формалин).

Опаковайте материала в чисти стъклени или глинени буркани с широко гърло, плътно затворени с шлифовани стъклени запушалки, а ако няма такива, с чисти, неизползвани коркови запушалки или чиста хартия за писане или восъчна хартия.

Върху тапата бурканът се увива с чиста хартия, завързва се с тънък канап (или дебел здрав конец), чиито краища се запечатват с восъчен печат.

На всеки буркан се залепва етикет, на който с мастило се изписва кои органи и в какво количество (тегло) се поставят в буркана, вида и името на животното, датите на случая и аутопсията на животното, посочете за кое отравяне се подозира и кой е собственикът на животното.

Взетият материал се изпраща веднага в лабораторията с куриер.

Процедурата за издаване и изпращане на придружаващи документи към материала, изпратен за изследване. За всеки материал, изпратен в лабораторията, се попълва придружаващ документ по образец, съгласно Приложение № 1 към тези правила.

Мотивационното писмо се изпраща в запечатан плик (едновременно с материала) по пощата или по куриер.

В мотивационното писмо се посочват: вида, пола и възрастта на животното, от което е взет материалът за изследването, неговия номер или псевдоним, колко кутии с материала, за кое изследване се изпраща материалът, кратко описание на клиничната признаци и патологоанатомични промени.

При изпращане на проби от храна посочете нейното наименование, датата на вземане на пробата, от коя земя. Ако фуражът е получен от фабрика или точка за доставка, посочете от коя.

Ако е необходимо, към писмото се добавя допълнителна информация, по-специално какъв вид помощ е предоставена на животното, какви лекарства са използвани, от кога животните са били хранени с храна и т.н. При изпращане на материал от рибарски резервоар, посочени са клинични и епизоотологични данни.

Придружителното писмо за кръвни проби (натривки), изпратени по планиран начин за серологично или хематологично изследване, се придружава от списък на пробите в два екземпляра.

Форма на придружителен документ към патологичния материал

ИЗПОЛЗВАНЕ НА ЛАБОРАТОРНИ ЖИВОТНИ

В ТОКСИКОЛОГИЧЕН ЕКСПЕРИМЕНТ

Насоките анализират възможностите за използване на различни видове лабораторни животни в токсикологични експерименти, представят основните видове токсикологични изследвания и методите за въвеждане на химикали при тяхното провеждане; дадени са варианти за моделиране на алкохолна интоксикация; обосновават се принципите на моделиране на комбинираните ефекти от хронична алкохолна интоксикация и хранителна недостатъчност.

Методическото ръководство е съставено,

К.В. Шелигин, д.б.с.

И.А. Брик, ст.н.с.

В.Я. Леонтиев, проф.

А.Г. Соловьов.

под редакцията на проф., академик на Руската академия на медицинските науки P.I. Сидоров.

Рецензент: гл. Катедра по биология и еколози на хора и животни, Pomor State University. Ломоносов, д.б.н., проф. В.А. Баръшков

1. Моделирането на остри и хронични токсични ефекти е важна област на клиничната токсикология

2. Основни лабораторни животни, използвани в токсикологичните изследвания

2.1 Гризачи

2.3. големи бозайници

3. Остри, подостри и хронични експерименти в токсикологията

4. Методи за приложение на токсични вещества

5. Моделиране на остра и хронична алкохолна интоксикация

6. Моделиране на комбинираните ефекти от хронична алкохолна интоксикация и хранителна недостатъчност

Литература

1. МОДЕЛИРАНЕ НА ОСТРИ И ХРОНИЧНИ ТОКСИЧНИ

ЕФЕКТИТЕ Е ВАЖНО НАПРАВЛЕНИЕ НА КЛИНИЧНАТА ТОКСИКОЛОГИЯ

Едно от основните направления на съвременната токсикология е пряко свързано с изучаването на патологичните промени в организма при остри и хронични токсични ефекти.

Експериментите върху лабораторни животни могат да бъдат от голяма полза при изучаването на механизмите на развитие на морфофункционални усложнения на остра и хронична интоксикация, тъй като директните изследвания не винаги са възможни, а понякога и етично неприемливи. Разбира се, екстраполирането на експериментални данни към човешката патология в рамките на развитието на разпоредбите на клиничната токсикология изисква известна предпазливост поради известните характеристики на метаболитните процеси при животните, функционалните характеристики на техните вътрешни органи и понякога значителни разлики в структурата на тялото. Въпреки това експериментите с животни ни позволяват да проследим динамиката на патологичните промени в органите и да добием представа за развитието на патологичните процеси на системно, органно, клетъчно и субклетъчно ниво, което е необходимо условие за разработването на ефективни методи за профилактика и лечение на отравяния с различна етиология.

При провеждане на експеримент е необходимо да се ръководят от принципите на хуманно отношение към животните в съответствие с Международните препоръки (1993 г.), както и в съответствие с биоетичните норми и изисквания на Международния комитет за наука (1978 г.).

В съответствие с диференцираните задачи за моделиране на ефектите от токсичните ефекти на химичните съединения могат да се провеждат експерименти с различни лабораторни животни, сред които най-често срещаните видове в токсикологичните изследвания са гризачи, птици и големи бозайници.

2. ОСНОВНИ ЛАБОРАТОРНИ ЖИВОТНИ,

ИЗПОЛЗВА СЕ В ТОКСИКОЛОГИЧНИТЕ ИЗСЛЕДВАНИЯ

2.1. Гризачи.

При моделиране на токсичните ефекти на химикалите най-често се използват гризачи (мишки, плъхове, морски свинчета, зайци).

Белите лабораторни мишки, които са домашни сиви мишки албиноси, се използват за определяне на токсичността на химикалите, стандартизацията на фармакологичните препарати.

Морските свинчета са класически обект за изследване на алергенността на химикалите, както и проявите на бери-бери. Изолирани органи от тези животни се използват във фармакологичните изследвания.

Зайците, поради особеностите на техния овулационен цикъл и високата степен на възпроизводство, са удобни за откриване на ефектите на токсичните вещества върху репродуктивните функции.

Лабораторните плъхове (черни и сиви плъхове албиноси) са най-често срещаният тип експериментални животни за разработване на модели на ефектите от остра и хронична интоксикация. Понастоящем са развъждани повече от 100 отделни автопородни стада и инбредни линии лабораторни плъхове. Най-често използваните плъхове за токсикологични изследвания са Wistar, Bio Breeding Sprague-Dawley, C57BL, CFI, C3H и др.. Отделно се изолират конвенционални (безпородни) животни, чиято микрофлора е напълно или частично неизвестна.

Удобството на използването на плъхове за изследване на токсичните ефекти на химични и биологични препарати се обяснява с простотата на тяхното поддържане, възможността за поставяне на достатъчен брой животни на сравнително малка площ, ниско тегло, устойчивост на инфекциозни заболявания и голяма потомство, което дават. Плъховете са лесни за фиксиране на ръка; постоянното запълване на стомаха с храна по време на нормалното хранене им позволява да прилагат интрагастрално достатъчни дози от токсични агенти, без да причиняват катарални промени в лигавицата. Предпочитание в токсикологичните изследвания се дава на мъжките, тъй като те нямат хормонални колебания, които могат да повлияят на мембранотропния ефект на отровите; по-целесъобразно е да се използват млади животни, тъй като те имат по-малка толерантност към различни токсични вещества.

Най-често при провеждане на токсикологични експерименти се използват пилета, патици, гъски и пуйки. Отделно разпределете птиците - свободни от специфични патогенни микроорганизми (без специфични патогени - SPF).

Птиците са полезен модел за изследване на ефектите на химикалите върху метаболитните процеси, тъй като те са по-интензивни и по-бързи от другите животни. Въпреки това, когато се провеждат изследвания, е необходимо да се вземат предвид някои анатомични и физиологични особености на структурата на тялото на птиците. Така, например, последните нямат потни и мастни жлези, както и пикочен мехур, което е от съществено значение за определяне на клирънса на екскрецията на токсични агенти и техните метаболити. Съставът на кръвта и урината на птиците се различава значително от съответните физиологични параметри на други животни. За разлика от бозайниците, птиците имат особености в структурата на стомашно-чревния тракт, те имат различен процес на смилане на храната. При проучвания при птици промяната в телесното тегло е задоволителен критерий.

При изучаване на ефекта на токсичните вещества върху поведенческата активност трябва да се има предвид, че реактивността на птиците зависи от това дали те принадлежат към яйчна или месна ориентация, както и от степента на тяхната продуктивност.

В случай на недостатъчно осветление, птиците не се приближават до хранилките и поилките, следователно, ако според условията на експеримента е необходимо да се увеличи консумацията на храна или течности, които съдържат токсично вещество, се използва изкуствено осветление. Препоръчително е птиците да се държат по време на експеримента в групи, тъй като в този случай те достигат по-голяма маса и са по-устойчиви на инфекции.

2.3. големи бозайници.

Провеждането на токсикологични изследвания върху големи бозайници (кучета, котки, маймуни) се дължи на най-голямото сходство в устройството и функционирането на вътрешните им органи и системи, както и метаболитните процеси с тези при човека.

Маймуните, въпреки сложността на тяхното поддържане, се използват в токсикологичната практика за изследване на ефекта на химикалите върху функциите на централната нервна система.

Котките като обект на изследване най-често се използват в остри токсикологични експерименти. В допълнение, техните изолирани органи се използват за откриване на физиологични промени, когато са изложени на химикали.

Един от големите бозайници, често използвани в клиничната токсикология, са кучетата. За провеждане на токсикологични експерименти безпородните късокосмести кучета със средно телесно тегло 10-15 kg се считат за най-подходящи, тъй като чистокръвните и линейните животни са по-причудливи в отглеждането и много нестабилни при хронични експерименти. Оптималната възраст на животните е 1,5-5 години. Известно е, че основните морфофункционални промени при кучета по време на токсикологични изследвания до голяма степен съответстват на тези при хора.

При условията на експеримента трябва да се има предвид, че кучетата са товарни животни с изградена йерархична система, полови и индивидуални различия в темперамента, затова се препоръчва кучетата да се поставят самостоятелно в отделни боксове. Кучетата са достатъчно лесни за учене, което може да се използва при някои процедури, ограничавайки използването на ограничители.

Животните се хранят според разработените диети и като се вземат предвид целите на експеримента. Трябва обаче да се помни, че стомашно-чревният тракт на кучетата не е адаптиран към храносмилането на големи количества растителна храна.

3. ОСТРИ, ПОДОСТРИ И ХРОНИЧНИ ЕКСПЕРИМЕНТИ В ТОКСИКОЛОГИЯТА

Изборът на продължителността на експеримента при изследване на токсичните свойства на изследваните вещества се определя от целите на изследването (таблица 1).

Остър токсикологичен експеримент се използва за симулиране на остра токсичност на вещество, което се проявява след еднократно или многократно приложение на кратки (не повече от 6 часа) интервали през деня. Целите на изследването на острата токсичност са да се определят безвредните, токсични, летални дози на веществото, способността му да се натрупва, както и причините за смъртта на животните.

Провежда се подостър експеримент за определяне на допустимите условия на експозиция, оптимални дневни дози, за избор на дози при хроничен експеримент.

Проучването на токсичните свойства на веществата в субхронични и хронични експерименти се извършва, за да се установи степента на тяхното вредно действие при продължително приложение, да се определи нивото на обратимост на увреждането, причинено от тях, както и да се идентифицират органите и системите на тялото, които са най-чувствителни към токсични ефекти.

маса 1 Продължителност и цели на токсикологичния експеримент
Естеството на експеримента	Продължителност	Цели на експеримента
	Еднократно впръскване;	Определяне на летални дози, средно време на смърт, праг на остро действие химически вещества
подостра	2-8 седмици	Определяне на кумулация, алергично действие, влияние върху репродуктивната функция на химикали
Субхроничен	13-18 седмици	Определяне на праговата доза на общо токсично действие при установяване на ПДК на вещества във въздуха
Хронична	6-12 месеца	Определяне на праговата доза на общо токсично действие при установяване на ПДК на вещества във вода и храна
живот	1 година или повече	Определяне на праговата доза на общия токсичен ефект на химичните вещества

4. МЕТОДИ ЗА ВЪВЕЖДАНЕ НА ТОКСИЧНИ ВЕЩЕСТВА

Използват се доброволни, полудоброволни и принудителни методи за въвеждане на токсични вещества за формиране на характерни токсично обусловени патологични промени при животните.

Доброволният избор на течности или суха храна, консумирана от животните, се влияе от индивидуалната чувствителност, скоростта на метаболизма на веществото, породата, възрастта, условията на отглеждане, наличието на допълнителни стресови фактори, концентрацията на разтвора, наличието на хранителни добавки и др. . Този метод не може да осигури достатъчно високи и стабилни дози от токсични вещества в организма, поради което моделите на полудоброволно и принудително приложение са по-ефективни.

С полуволев метод животните имат възможност самостоятелно да регулират количеството на консумираното вещество. Те включват по-специално техниката за осигуряване на разтвор на тестваното вещество като единствен източник на течност.

Методите на принудително приложение осигуряват масивно токсично натоварване, което води до висока концентрация на агента в кръвта и води до бързо развитие на патологични промени.

При изследването на патологията, свързана с токсичността, особено значение се придава на методите, характеризиращи се с моделиране на онези концентрации на токсични вещества, които се срещат в реални условия. Тези параметри, например, съответстват на метода на интрагастрално приложение на етанол, при който средните дози алкохол, получени от животните по време на експеримента, обикновено са 4-10 g / kg на ден.

Инхалационният метод за въвеждане на вещества ви позволява да създадете почти всяко токсично натоварване. В същото време принудителното продухване на токсични вещества през семенната камера изисква значителен разход на химически съставки и е практически невъзможно да се създаде тяхната постоянна концентрация. Съществуващият метод за разливане на химическо вещество в камерата, където се намират животните, е по-подходящ за моделиране на остри отравяния, но с този метод не е възможен количествен токсикологичен контрол при работа с няколко вещества едновременно.

Най-рационалният при използване на метода на инхалационно приложение е този, при който се използва само чист въздух за принудително продухване през семенната камера. В този случай изследваните вещества се намират вътре в камерата в малки съдове, площта на откритата площ на която се избира чрез изчисление. Чрез замяната на съдовете с по-тесни или по-широки е възможно да се променя скоростта на изпаряване на химичните съединения, чието количество се взема по такъв начин, че в края на засяването част от съдържанието им да остане в съдовете. . Този метод е лесен за използване, има висока чувствителност, позволява точно създаване на постоянна концентрация, значително спестява използваните химикали.

Изборът на концентрациите и дозите на химичното съединение се решава, като се вземат предвид целите на експеримента и физиологичните характеристики на опитните животни. Трябва да се помни, че количеството на инжектираните разтвори е ограничено от физиологичните възможности, теглото и възрастта на животните. Така максималните обеми на приложение при плъхове са интраназално до 0,4 ml, ректално - 1 ml, интрадермално - 0,04 ml, подкожно - 10 ml, интрамускулно и интраперитонеално - до 5 ml, интравенозно - 6 ml, интракардиално - 1 ml, субокципитално - 0,15 ml, интрагастрално с телесно тегло 100-190 g - 3 ml, 200-290 g - 4-5 ml, 250-300 g - 6 ml, 300 g или повече - 8 ml. Максималните количества вещества при кучета са интраназално - 4 ml, подкожно - 20 ml, мускулно - 12 ml, интраперитонеално - 20 ml.

В същото време прилагането на вещества на животни се извършва, като се вземат предвид особеностите на тяхната анатомия, както и формата на изследваното вещество. Например прахообразни - се прилагат на плъхове през устата, като се приготвят хапчета от това вещество и брашно, хляб или се добавят към вода или храна.

Въвеждането на разтвори на вещества се извършва орално с помощта на гумена или метална сонда, интраназално с помощта на уринарен катетър, ректално. Кожното приложение включва предварително отстраняване на космите, правене на нарези, след което се прилага изпитваното вещество. Интрадермалните инжекции се извършват в задната част на гърба или на корема, след отстраняване на космите по същия начин. Подкожните инжекции се правят на врата, гърба или корема. Интрамускулно веществата се инжектират в задните бедрени мускули. Интраперитонеалните инжекции се извършват в левия долен квадрант на коремната кухина. Интравенозните вещества се инжектират в опашната вена или в дорзалната вена на пениса. Въвеждането на вещества също е възможно директно в сърцето или субокципиталните предварително анестезирани плъхове.

Въвеждането на токсични вещества при птиците се извършва интрагастрално с помощта на сонда, интравенозно в кубиталната или брахиалната вена на крилото, интраперитонеално в десния долен квадрант на коремната кухина, подкожно през кожата на корема или интрамускулно през четириглавия бедрен мускул. мускул.

Въвеждането на изпитваните субстанции на кучета се извършва чрез смесването им с храна, питейна вода или насила, когато субстанцията под формата на таблетка се постави на гърба на езика на животното. Течните вещества, както и разтворите, се прилагат с лъжица или спринцовка, но е по-удобно да се използва стомашна сонда. В допълнение, въвеждането на течни вещества е възможно интраназално с помощта на катетър, ректално, подкожно в гърба, бедрото или тила, интрадермално, кожно, интрамускулно - в мускулите на бедрото, интравенозно - във вените на крака, стъпалото, предмишница, интраперитонеално. Има методи за субокципитално, интрацеребрално и интракардиално приложение на вещества, но тяхното прилагане е свързано с технически трудности и излага живота на животното на повишена заплаха.

За да се намалят трудностите, възникващи при експерименталното изследване на токсичните свойства на веществата, проявяващи се в отклонението при избора на дози, тяхната променливост, се използва методът за експериментално изследване на токсичността на нискотоксични съединения, като се въвеждат дози, съответстващи до максимално възможното разреждане на химически съединения в известни максимални инжектирани обеми Позволява ви бързо да изберете максималната приложена доза на kg (g) животинско тегло, да потвърдите или отхвърлите ниската токсичност на изследваните вещества, да сравните резултатите от различни изследователи един с друг.

5. МОДЕЛИРАНЕ НА ОСТРА И ХРОНИЧНА АЛКОХОЛНА ИНТОКСИКАЦИЯ

Социологическите проучвания, проведени през последните десетилетия, показват постоянно високо разпространение както на злоупотребата с алкохол, така и на алкохолизма и неговите усложнения сред различни групи от населението. В същото време, когато провеждаме епидемиологични изследвания, влиянието на много социални фактори не ни позволява напълно да идентифицираме желаните зависимости от протичането на различни прояви на алкохолизъм. Следователно, един от начините за изследване на свързаната с алкохола патология в клиничната наркология е моделирането на проявите на остра и хронична алкохолна интоксикация при лабораторни животни.

При моделиране на остра алкохолна интоксикация се използват максимално поносимите дози етанол. В този случай се изследват патологичните промени, придружаващи развитието на остро отравяне до кома.

Моделирането на хронична алкохолна интоксикация дава възможност да се получат характерни патологични промени, сравними с тези при хора с продължителна злоупотреба с алкохол. При прилагане на методи с дългосрочно приложение на алкохол е необходимо да се вземе предвид възрастовият фактор, тъй като скоростта на елиминиране на етанол от тялото се забавя със стареенето на животните.

Средните дози етилов алкохол, получени от животни по време на хроничен експеримент, зависят от неговите задачи и варират, например за плъхове - от 4-10 g на kg телесно тегло на ден, но понякога се използват максимално поносими дози - до 15-20 г/кг. Най-адекватни за моделиране на характерните прояви на алкохолна висцеропатология при плъхове са дози в рамките на 7 g/kg/ден. 40% етанол, съответстващ по-специално на ? DL50, което причинява доста бързо развитие на типични алкохолни лезии на вътрешните органи в процеса на хронична интоксикация, но не е придружено от масова смърт на животни. Продължителността на хроничния експеримент варира от 5 дни до 4 години, също в зависимост от целите на изследването.

6. МОДЕЛИРАНЕ НА КОМБИНИРАНИТЕ ЕФЕКТИ ОТ ХРОНИЧНА АЛКОХОЛНА ИНТОКСИКАЦИЯ И ХРАНИТЕЛНА НЕДОСТАТЪЧНОСТ

Редица клинични синдроми на алкохолизъм са свързани с недохранване (по-специално, метаболизъм на витамини и протеини) и промени в хранителния статус на тялото. Това се дължи на факта, че продължителната алкохолна интоксикация в някои случаи е придружена от недохранване, нарушена абсорбция и метаболизъм на основните хранителни фактори.

Поради факта, че етанолът, в допълнение към високото си съдържание на калории, няма хранителна стойност, при системна употреба на алкохолни напитки структурата на диетата претърпява рязък дисбаланс и често се наблюдава хранителен дефицит, подобен на дефицита на глад. Нарушаването на протеиновия метаболизъм и общия протеинов дефицит при хронична алкохолна интоксикация сравнително разумно се считат за една от проявите, типични за разглежданата патология. Липсата на отделни фактори на протеиновото хранене може да причини значителни нарушения в метаболизма на витамините, което от своя страна води до влошаване на функционалната активност на вътрешните органи. Тъй като някои от витамините имат селективен ефект върху индивидуалните им функции, хроничната алкохолизация допълнително задълбочава тези нарушения. В допълнение, при едновременен дефицит на витамини и протеини, морфофункционалните параметри могат да се различават от съответните характеристики на изолирани форми на хранителна недостатъчност.

Въз основа на горните данни предложихме модел на комплексните ефекти на хроничната алкохолна интоксикация и хранителен дефицит - витамини от група В, които играят важна роля в патологията, свързана с алкохола, и протеини.

Алгоритъм за създаване на модел.

Алгоритъмът за създаване на експериментален модел на хронична алкохолна интоксикация на фона на хранителен дисбаланс включва следните компоненти:

1. Избор на лабораторни животни и условия за тяхното отглеждане

2. Изборът на експериментални диети, необходимите дози етанол, методът на неговото приложение и продължителността на експеримента

3. Оценка на тежестта на токсичните ефекти.

Подбор на лабораторни животни и условия за тяхното отглеждане

За предпочитане е да се използват плъхове като опитни животни за моделиране на продължителна алкохолизация на фона на хранителен дисбаланс при равни други условия. Изборът на този тип лабораторни животни се дължи на сравнимостта на предизвиканите от алкохол промени при плъхове с тези при хора, морфологичните и физиологичните характеристики на тези животни (отсъствието на отвращение към етанола и рефлекса на повръщане към неговото действие, постоянната пълнене на стомаха с храна), простотата на поддръжка и лекотата на извършване на различни процедури с тях (фиксация, въвеждане на разтвори на вещества с помощта на сонда и др.).

Животните трябва да се държат при стандартни условия на вивариум и да имат свободен достъп до храна и вода. Като се има предвид възможността за прием на витамини по време на копрофагия, плъховете се държат в клетки с дъно с груба мрежа.

Изборът на експериментални диети, необходимите дози етанол, методът на неговото приложение и продължителността на експеримента

За най-пълно изследване на комплексното въздействие на витамините от група В и белтъчен дефицит се препоръчва животните да бъдат разделени на четири работни групи, получаващи:

I - намалено съдържание на витамини от група В

II - намалено съдържание на протеин

III - намалено съдържание на протеини и витамини от група В

IV - контрола - съдържа се на обичайната диета на вивариума.

Например, диета, която практически изключва витамин В6, съдържа 18-20% казеин, пречистен от витамини, 73-71% захароза, 4% смес от соли, 3% слънчогледово масло с 0,2% рибено масло.

При провеждане на експеримент, чиято цел е да се моделира дефицитът на определени витамини, е необходимо да се гарантира, че нуждите на животните от други витамини са задоволени възможно най-точно (таблица 2).

таблица 2 Дневни дози витамини, покриващи основните нужди на плъхове (според Yu.M.Ostrovsky, 1979).
	Дневна доза, мкг
Пантотенат
Пиридоксин


Витамин Ц
Токоферол

Във връзка с промяната в телесното тегло на животните диетите трябва да бъдат коригирани в съответствие със заповедта на Министерството на здравеопазването на RSFSR № 1179 от 10.10.1983 г. „За одобряване на стандартите за разходите за фураж за лаборатория животни в здравни заведения“.

Моделирането на протеиновия дефицит в диетата се извършва чрез отглеждане на лабораторни животни на специализирани диети, съставени по метода на A.A. Покровски и др. (1974).

Най-приемливо в условията на хроничен експеримент върху плъхове е експерименталната диета, съдържанието на протеин в която е 4,6 пъти по-малко, отколкото в стандартната диета (таблица 3).

Таблица 3 Дневна диета на плъхове с ниско съдържание на протеини (според А.А. Покровски, 1974 г.)
съставки		% от калориите
Хранителен казеин
Смес от свинска мас и слънчогледово масло 1:1
царевично нишесте

За постигане на еднаква калоричност между стандартната и експерименталната диета към последната се добавя изчисленото количество нишесте.

Във всяка група животните се разделят на поне две подгрупи:

Получаване на ежедневен 40% разтвор на етанол през метална стомашна сонда (със скорост 7,0 g / kg тегло).

Получаване на еквиобем дестилирана вода.

Въвеждането на разтвор от етанол и дестилирана вода се извършва ежедневно сутрин преди хранене.

За изследване на свързаната с алкохола патология при плъхове продължителността на експеримента е от 4 до 6 седмици.

Оценка на тежестта на токсичните ефекти

За адекватна оценка на токсичните ефекти на химикалите е необходим редовен мониторинг на животните, при който се отбелязват консумацията на храна и вода, промените във външните признаци (линия на косата, видими лигавици) и поведенческите особености. Най-малко веднъж седмично за изследване на динамиката на промените се извършва претегляне, изследване на функционалното състояние на вътрешните органи и системи, биохимични и морфологични промени в кръвта. Методите за оценка на състоянието на органите и системите се избират, като се вземат предвид целите на експеримента, но те трябва да бъдат модерни и достатъчно чувствителни. При провеждане на изследване е необходимо да се стремим да използваме най-пълния набор от физиологични, патоморфологични, хематологични и биохимични изследвания, както за цялостна оценка на състоянието, така и за определяне на степента на увреждане на отделните органи и системи.

Степента на тежест на патологичните промени, регистрирани при животни, подложени на продължителна алкохолна интоксикация на фона на хранителен дисбаланс, се определя чрез анализ на интегралната, биохимична, хематологична и патоморфологична картина. За извършване на функционална диагностика на състоянието на вътрешните органи се използват инструментални методи - ЕЕГ, ЕКГ.

Интегрални показатели:

* промяна на външните признаци - извършва се 1 път на 3 дни, преди следващото инжектиране на етанол или дестилирана вода, чрез оценяване на промените в цвета на козината и линията на косата по следната схема (таблица 4):

Таблица 4 Скала на промените във външните признаци на плъхове
	Точки или символи	Описание на промяната


		Косопад
		Замърсени
		Не е замърсена

* промяна в степента на активност - оценява се в точки 1 път на 3 дни преди зареждане с етанол или вода съгласно следната схема (таблица 5)

*промяна в телесното тегло на животните - записва се чрез претегляне на всеки 7 дни от експеримента преди добавяне на храна и семена от етанол

* дневен прием на храна и вода; отделяне на вещества.

Скала на промените в активността на плъхове в токсикологичен експеримент

Точки, символи /+/	Степен на активност	Описание на дейността
		мъртво животно
	Кома (липса на активност)	Странично положение; неподвижност; липса на активни движения; мускулите са отпуснати; дишането е прекъснато; реакции на болка и тактилни стимули, включително вокални, практически липсват.
	Слаб (минимум)	Основно - странично положение; неволни слаби активни движения; мускулите са отпуснати; бавна реакция на болка и тактилни стимули, вокална - слаба.
	Пасивен	Животното е възпрепятствано, не се движи активно около клетката, но при натискане прави няколко стъпки. Позицията е естествена - на четири лапи; усетете мускулния тонус. "Избягваща" защитна реакция на стимули, гласовата реакция е слаба.
	Бавно (ненормално)	Позиция - на четири крака, бавни активни движения - завъртания на тялото и малки движения около клетката, редки преглъщащи движения. Реакцията на болка и тактилни стимули е вокална и "избягващо-отбранителна" с опити за ухапване. При фиксиране с ръка върху кожата в областта на гърба, тя се завърта с "напускане" от експериментатора.
	нормално	Непокътнат плъх. Подвижен; активни движения – придвижване и „намиране на най-доброто място в групата”; "изчакваща" поза с лека болка и тактилни стимули с отбягване, резки гласови и активно-защитни реакции, дращени и хапещи движения. Добър апетит; чести "миещи" движения с лапите.

Биохимични и хематологични параметри.

Проучват се промените в основните биохимични показатели на кръвта и набор от хематологични параметри, които са най-засегнати от хроничната алкохолна интоксикация (Таблица 6).

Таблица 6 Биохимични и хематологични параметри на плъхове в токсикологичен експеримент
Обект на изследване	Изследвани показатели
Серум	аспартат аминотрансфераза, аланин аминотрансфераза, креатинин фосфокиназа, гама-глутамил трансфераза общ протеин, протеинови фракции креатинин урея
Формени елементи на кръвта	брой червени кръвни клетки хематокрит цветен индикатор брой ретикулоцити средна продължителност на живота на еритроцитите левкоцитна формула

Приготвяне на хистологичен материал.

На хистологично изследване се подлагат основните „целеви органи” на хроничната алкохолна интоксикация – сърцето, черния дроб, бъбреците, мозъка. Трябва да се помни, че качеството на анализа до голяма степен зависи от подготовката на материала, по-специално от фиксирането на изследваните обекти. За фиксация се препоръчва използването на 10% разтвор на формалин или разтвор на Bouin. В този случай предпочитание се дава на разтвора на Bouin, тъй като в този случай промените в микроструктурата на органите, характерни за продължителна алкохолна интоксикация, са много по-добре разкрити, а именно:

1) в черния дроб - структурата на цитоплазмата е по-ясно проследена (вакуолизация, "калдъръм" - хетерогенност на оцветяването на цитоплазмата на клетките вътре в лобулите), характеристики на промените в кръвоснабдяването на централните вени на хемокапилярите;

2) в бъбреците - в морфологията на епителната облицовка на тубулите, хетерогенностите на цитоплазмените структури са по-ясно отразени с особено честа лезия на апикалните части;

3) в белите дробове - в междуалвеоларните прегради на съединителната тъкан много по-ясно се откриват хипертрофирани клетки с лека цитоплазма, някои от които стават полиплоидни. По-често има промени в алвеоларния епител, чиито клетки се ексфолират в лумена на алвеолите;

4) в далака - по-добре се проявява структурата на ретикуларните клетки, синусите на червената пулпа, където има по-голямо разрушаване на еритроцитите.

По този начин използването на модела на свързаната с алкохола патология на фона на хранителен дисбаланс включва изследване в експериментални условия на най-широк спектър от промени във вътрешните органи и системи, сравними с тези при хора, злоупотребяващи с алкохол. Системата за оценка на основните интегрални, биохимични, хематологични параметри и характеристики на патоморфологичната картина позволява да се контролира естеството и степента на патологичните промени през целия период на изследването.

ЛИТЕРАТУРА

1. Берзиня Н.И. Птици в експеримент // Лабораторни животни. - 1995. - В. - № 2. - С.99-113.

2. Регулиране на опитите с животни – етика, законодателство, алтернативи. / Ед. Н. А. Горбунова. - М., 1998.

5. Мяленкова И.Ю. Лабораторно куче // Лабораторни животни. - 1994. - IV. - № 4. – С.234-246

6. Необходими V.P. Методологични аспекти на оценката на токсичността на съдържащи алкохол течности и алкохолни напитки // Токсикологичен бюлетин. - 1999. - № 4. - С2-10.

7. Островски Ю.М. Експериментална витаминология. - Минск, 1979. - 450-те.

8. Покровски А.А. et al., За връзката между съдържанието на свободни аминокиселини в тъканите и кръвната плазма в случай на протеинов дефицит в експеримента // Хранителни въпроси - 1974. - № 1. - С.8-15.

9. Изисквания на Международния комитет за наука относно използването на лабораторни животни в експериментални изследвания // Бюлетин на ICLAS. - 1978. - № 24. - С. 4-5.

10. Щефел В.О. Относно времето на експозиция при моделиране на интоксикации в токсикологични и хигиенни изследвания // Хигиена и санитария. - 1996. - № 8. - С.70-72.

11. Sos J et al., Диети за експерименти с животни. – Будапеща, 1974 г.

Не малко значение за токсикологичния опит имат условията за отглеждане на опитни животни. Отглеждането на животни при условия, които ги предизвикват стрес (еднократно държане в молив, грубо фиксиране в нефизиологична позиция) води до повишаване на токсичността. Диетичните промени също влияят върху нивата на токсичност.

За експериментални изследвания в токсикологични лаборатории се използват плъхове Wistar или бели безпородни плъхове, които са черни (Rattus rattus) и сиви (Pasyuk - Rattus norvegicus) плъхове албиноси, както и бели мишки, които са домашни мишки албиноси (Mus musculus). И плъховете, и мишките принадлежат към един и същи разред гризачи (Rodentia), семейство мишки (Muridae).

Важно предимство на белите плъхове като лабораторни животни е, че те са доста устойчиви на инфекциозни заболявания и дават голямо потомство.

Белите плъхове се държат в помещения с добра вентилация, достатъчно осветление и еднаква температура - 20-22 * C. Лабораторните плъхове не понасят добре студа. Влажността в помещенията не трябва да надвишава 40-45%.

Големи дървени стърготини, натрошен торф или нарязана слама или хартия, парцали се използват като постеля за животни. Клетките се поддържат правилно чисти. Те винаги трябва да са сухи, чисти и добре проветрени. Не позволявайте натрупването на урина и изпражнения в тях.

В допълнение към ежедневното почистване, клетките I-2 пъти месечно се измиват и дезинфекцират старателно. Най-добре е клетките да се дезинфекцират с вряла вода, горещ 5-10% разтвор на каустик или антимикробни средства като белина, креолин, сублимат, формалин и др.

Плъховете са всеядни, така че не трябва да ограничавате диетата им само до растителни храни. Плъховете, които не получават достатъчно количество животински продукти (мляко, месо, месокостно брашно), минерали и витамини, спират да растат.

Дневната нужда от храна на възрастен плъх е средно 30-32 g, от които 25 g смесена храна и 5-7 g зеленчуци.

Плъховете обикновено се хранят два пъти на ден. Поради факта, че плъховете са нощни животни и се хранят през нощта, основната част от храната трябва да се дава вечер, около 20 часа. Питейната вода трябва да е чиста и прясна, препоръчително е да се използва преварена вода. Също така е необходимо постепенно да замените водата с мляко, в противен случай животните отказват да ядат и се разболяват.

че мишките са по-чувствителни към температурни смущения, промени в храната и инфекциозни заболявания (по-специално салмонелоза). При мишките в много по-голяма степен, отколкото при плъховете, се проявява „социална“ йерархия в групата - борба за лидерство, в резултат на което не се препоръчва промяна на състава на мишките в Е клетките.

Дневната нужда от храна на възрастна мишка е E средно 9,5-10 g смесен фураж и 1-2 g зеленчуци.

Тема 4. Използване на лабораторни животни в диагностични изследвания. Цели на използването на лабораторни животни във вирусологията

Задача за следващия урок

Обобщаване на урока

Задачи

1. Намерете под светлинен микроскоп в препаратите и нарисувайте:

а) цитоплазмени включващи телца;

б) интрануклеарни тела на включване;

в) вириони на вируса на едра шарка, оцветени по Морозов.

2. Запознайте се с устройството и принципа на действие на електронния микроскоп.

3. Декодирайте електронни микроснимки на вириони на различни вируси (дайте техния схематичен чертеж).

Самостоятелна работа на учениците

Учениците се запознават с устройството на светлинни, луминесцентни и електронни микроскопи (в лабораторията), чертаят схема на устройството на електронен микроскоп. Запознайте се с подготовката на препарати за електронна микроскопия. Вижте готовия продукт във флуоресцентен микроскоп. Начертайте диаграма на директния и индиректния RIF метод.

Контролни въпроси:

1. Устройството на електронния микроскоп.

2. Методи за подготовка на препарати за гледане в електронен микроскоп.

3. Флуоресцентна микроскопия (RIF) директни и индиректни методи.

4. Значение на електронната и луминесцентната микроскопия във вирусологичните изследвания.

Цел на урока:запознаване на студентите с изискванията към видовете лабораторни животни, тяхната карантина, поддържане, хранене, етикетиране.

Оборудване и материали:набор от инструменти в стерилизатора (ножици, игли, спринцовки, пинсети, клещи), лабораторни животни, спиртни памучни тампони за етикетиране на бои, етер, ксилен, мултимедийно оборудване, постери и презентации MS Office PowerPointпо темата на урока.

Обяснение на учителя:Повечето вируси от различни таксономични групи могат да бъдат разграничени един от друг на базата на патогенност за лабораторни животни от различни видове или възрасти.

4.1 Видове лабораторни животни.Най-широко използвани във вирусологичните лаборатории са мишки, бели плъхове, зайци, морски свинчета, хамстери и пилета. В млади мишки експериментално се възпроизвеждат грипни, алфа и флавивирусни инфекции, шап (при новородени мишки) и др.. Те са податливи на много вируси, лесни за отглеждане и удобни за работа. По-добре е да използвате мишки от инбредни линии, тъй като те реагират почти еднакво на определен вирус. Плъховете също създават инбредни линии, но тези животни са по-устойчиви на определени вирусни инфекции от мишките. Онкогенността на някои вируси е широко изследвана при златни хамстери. За вирусологични опити обикновено се използват гладкокосмести морски свинчета с тегло 250-300 g.

Инфекцията понякога се изследва при животни от няколко вида с различна чувствителност към даден вирус, което прави възможно разграничаването на вируси, които причиняват клинично подобни симптоми на заболяването (например шап, везикулозен стоматит, везикулозен екзантем и везикулозен болест по свинете).

Според генетичните качества лабораторните животни се делят на четири групи:

1) животни от смесен произход, получени от различни развъдници, такива животни са хетерогенни;

2) животни, получени директно от същия източник, но тези животни са генетично променливи;

3) инбредни линии животни. Те се получават чрез чифтосване на брат със сестра или родители с деца от поне 20 поколения. С този метод на размножаване се постига все по-висока степен на хомозиготност.

4) хомогенни хибриди F 1 . Високата степен на хетерозиготност, характерна за всеки хибрид, се свързва тук с генетична еднородност, която съответства на степента на хомозиготност на родителските линии. Като правило, еднаквите F 1 хибриди са по-малко променливи от двете родителски линии. Животните-мутанти имат отделно изразен наследствен фактор, който предизвиква видимо отклонение от нормалната форма.

Отрицателната страна на изолирането на вируса при лабораторни животни е възможността за диагностични грешки поради активирането на латентния вирусоносител. В този случай развитието на симптомите на заболяването след въвеждането на материала не е следствие от действието на въведения вирус, а резултат от самата процедура, която нарушава предишния баланс в организма. По това време се появява вирус или друг инфекциозен агент, който продължава да съществува в тялото дълго време. Това се изразява с остри неврологични симптоми (завои по дългата ос на тялото).

Наличието на латентна вирусна инфекция може да се изрази и чрез намаляване или изчезване на чувствителността на животните към изследвания вирус поради феномена на интерференция. Възможен е и обратният ефект, а именно явлението синергизъм в действието на вирусите, което понякога дава резултати, които трудно могат да бъдат правилно интерпретирани.

За някои вирусологични работи, например при изолиране на вирус с неизвестни патогенни свойства, е необходимо да се използват гнотобиоти. Терминът "гнотобиоти" обединява две категории животни: немикробни (стерилни), несъдържащи жизнеспособни микроби, и гнотофори - носители на един (моногнотофори), два (дигнотофори) или повече (полигнотофори) микроорганизми. Понастоящем животните без микроби са разделени на три групи според динамиката на растеж: I - маймуни, прасенца, пилета растат по-добре от обикновените животни или наравно с тях; II - плъхове, мишки, кучета, котки растат наравно с обикновените животни; III - морските свинчета, зайците, яретата, агнетата растат по-зле от обикновените животни.

Стерилни птици се получават чрез инкубация на яйца със стерилна черупка в стерилен инкубатор, лабораторни животни - чрез цезарово сечение или хистеректомия. Дръжте животните в стерилни изолационни помещения. Въздухът, водата и храната трябва да са стерилни.

От особено значение сред гнотобиотите са SPF животните (Specific pathogen free), които са свободни само от патогенни микроорганизми. В тялото им има всички необходими за нормален живот бактерии и вируси, които заедно създават група от така наречената резидентна (полезна) микрофлора. В момента са получени лабораторни SPF животни - плъхове, морски свинчета, зайци, прасенца, птици и др.

4.2 Цели на използването на лабораторни животни.Понастоящем лабораторните животни се използват във вирусологията за:

- откриване на вируса в патологичния материал;

- първично изолиране на вируса от патологичния материал;

- натрупване на вирусна маса;

– поддържане на вируса в лабораторията в активно състояние;

– титруване на вируса;

- получаване на хиперимунни серуми;

– като тестов обект в реакцията на неутрализация.

Във вирусологията се използват зайци, морски свинчета, бели плъхове, бели мишки, златни хамстери. Въпреки това, само някои вируси могат да бъдат култивирани в животни от тези видове. В много случаи други животни, чувствителни към този вирус, се използват за същите цели: пилета, гълъби, котенца, кученца и т.н. По този начин биотестът при диагностицирането на птича шарка се поставя върху пилета, шарка по овце - върху овце, чума по свинете - навици.

4.3 Изисквания към лабораторните животни.При попълване на групи животни за вирусологични изследвания трябва да бъдат изпълнени следните изисквания:

- животното трябва да е податливо на този вирус;

– възрастта му е от голямо значение за култивирането на много вируси. Повечето вируси се размножават по-добре в тялото на млади и дори новородени животни. Например мишките кърмачки се използват за биотестове за бяс и шап, а пилетата се използват за ларинготрахеит при птиците. Но в същото време инфекцията на възрастни зайци с вируса на болестта на Ауески води до появата на ярки и специфични клинични признаци на заболяването;

- стандартна чувствителност се постига чрез подбор на животни на определена възраст и еднакво тегло;

– лабораторните животни трябва да са здрави. Животните, влизащи във вивариума на вирусологичната лаборатория, трябва да бъдат донесени от ферма, свободна от заразни болести. Те се държат изолирано, т.е. под карантина (бели мишки и плъхове 14 дни, а други животни 21 дни). През този период животните се наблюдават ежедневно. При съмнение за инфекциозно заболяване животните се подлагат на лабораторни изследвания. При установяване на инфекциозно заболяване сред животните, цялата постъпила партида се унищожава.

4.4 Поддържане на лабораторни животни.Вивариумът за лабораторни животни трябва да има основно помещение за животни, перално помещение (с бокс, съоръжения за сушене и стерилизация), кухня за приготвяне на храна с поне една маса, оборудвана за приготвяне на храна и хладилник за нетрайни продукти, килер, операционна зала, гардеробна и санитарни помещения за персонала. Помещенията трябва да са чисти. Стените и подовете са лесни за дезинфекция. Запасите от храна трябва да се съхраняват в специални помещения. В местата, където се отглеждат опитни животни, е желателно да има влагомер и термометър.

Мишки, плъхове, хамстери и морски свинчета по време на експеримента се препоръчва да се държат в стъклени буркани с капак от телена мрежа или перфорирана ламарина. Това улеснява наблюдението им, а бурканите се почистват и дезинфекцират лесно. Можете да отглеждате животни в метални клетки, които също лесно се дезинфекцират.

Като постеля се използват материали, които абсорбират влагата и могат да се използват от животни за изграждане на гнездо: стърготини за мишки, плъхове, хамстери, морски свинчета, порове, пилета; дървени стърготини за големи мишки, плъхове, хамстери, порове, пилета; слама за хамстери, морски свинчета, зайци, кучета, пилета; плява за мишки, плъхове; сено за мишки, плъхове, хамстери, порове, пилета; пилешки пясък. Трябва да се използва спално бельо, което генерира възможно най-малко прах, тъй като последният може да доведе до респираторни заболявания. Всички постелки трябва да бъдат предварително стерилизирани при 100°C за 30 минути.

Стаите за лабораторни животни се дезинфекцират периодично, особено преди поставянето на нова партида животни. Това важи и за предмети за грижа за животните (лопати, стъргалки, метли и др.), които влизат в контакт с тор и различни отпадъци от помещенията. След приключване на всеки опит клетките трябва да се третират с дезинфекционни разтвори, което трябва да бъде предшествано от почистване както на клетките, така и на помещенията.

Съдовете за храна и вода се навлажняват ежедневно с дезинфекционен разтвор, след което се измиват и изплакват с чиста вода. Помещенията се третират с 1% разтвор на натриев хидроксид, който се използва през деня. Dezkovriki импрегнирани с пресен разтвор на всеки 2 дни. За дезинфекция на предмети за грижа, измиване на подове и съдове се препоръчва използването на 3% разтвор на хлорамин, който трябва да се приложи в рамките на 2 часа.Във вивариума е необходимо да се унищожат вредители: мухи, комари, бълхи, холка, кърлежи, въшки, мравки, мишки, плъхове.

Лабораторните животни се поставят по такъв начин, че от една страна да се осигури функционирането на всички системи на тялото в рамките на физиологичната норма, от друга страна, да се изключи взаимното повторно заразяване и разпространението на инфекция извън вивариума. Животните се държат във вивариум, като се вземат предвид техните физиологични нужди от светлина и температура. Така мишките, плъховете се нуждаят от здрач и температура на въздуха около 20 ° C, морските свинчета, зайците и пилетата се нуждаят от дневна светлина и температури в диапазона от 16–23, 14–18 и не по-ниски от 0 ° C, съответно. Плътността на отглеждане трябва да бъде приблизително 1 g от масата на лабораторните животни на 1 cm 2 от дъното на клетката. На животните се осигурява редовно и пълноценно хранене и постоянна вода за пиене.

Ако има само един вивариум, заразените животни се държат изолирано от здравите, като почистването и храненето започват от последните. За грижата за заразените животни се използва отделно оборудване и хранилки. По-добре е да има два вивариума: за поддържане на здрави и заразени животни.

При работа във вивариума служителите използват гащеризони: халат, гумени ръкавици, престилка, водоустойчиви обувки. Във вивариума инвентарът се дезинфекцира ежедневно и се извършва мокро почистване с дезинфектанти. В края на експеримента клетките се дезинфекцират, умрелите животни се неутрализират чрез изгаряне в пещи или чрез автоклавиране.

В опитната група се избират животни с еднакво тегло, температура, кръвен състав и пр. От това до голяма степен зависи успехът на изолирането, титруването и пасажирането на вируса. Това отчита чувствителността на животните към различни вируси. Избраните животни се етикетират, разпределят се в буркани или клетки, отбелязва се датата на опита, неговият номер, заразяващата или профилактичната доза на лекарството и при необходимост как са етикетирани животните. Последното е важно, когато животни от няколко групи са в един буркан или клетка.

маса 1

Тегло на животни на различна възраст

Дял: