Ev » Laboratuvar araştırması » Küçük laboratuvar hayvanlarının incelenmesine izin verir. Laboratuvar hayvanlarının hijyeni. Vivaryum çalışanları için kişisel hijyen kuralları

Küçük laboratuvar hayvanlarının incelenmesine izin verir. Laboratuvar hayvanlarının hijyeni. Vivaryum çalışanları için kişisel hijyen kuralları

Fidanlıklardaki hayvanların içeriği, mümkün olduğu kadar, doğada var olma koşullarına uygun olmalıdır. Bu hüküm özellikle yabani, yabani olarak doğmuş hayvanlar ve kuşlar (yabani güvercinler, serçeler, evcil gri fareler ve sıçanlar) için geçerlidir. Tutmak ve beslemek için elverişsiz koşullarda, bu hayvanlar esaret altında hızla ölürler (özellikle serçeler ve gri fareler). Önkoşul başarılı çalışma kreş, tüm veterinerlik-sıhhi, zooteknik ve zoohijyenik kuralların katı bir şekilde gözetilmesidir. İkincisi, hayvanların geniş, aydınlık, kuru ve temiz kafeslerde, iyi havalandırılan odalarda, normal sıcaklıkta, rasyonel ve eksiksiz beslenmede ve çeşitli hastalıkları önlemek için önleyici tedbirlerde tutulmasını sağlar. Fidanlık için büyük önem taşıyan, üreticilerin (kadın ve erkek) iyi bir bileşimidir.

Fidanlık (vivaryum), saklamak için birkaç bölmeye sahip olmalıdır. Çeşitli türler hayvanlar (tavşanlar, Gine domuzları, fareler vb.). Vivaryumun yapısı şunları içerir:

1. yeni gelen hayvanların karantina ve adaptasyon bölümü;

2. hayvanları deneyde tutmak için deneysel biyolojik klinik;

3. şüpheli izolatörler bulaşıcı hastalıklar ve deney koşullarına göre yok edilmesi istenmeyen olan açıkça hasta hayvanlar;

4. Tartma, termometri, enfeksiyon, hayvanların aşılanması, kan örneklemesi ve diğer bazı prosedürlerin yürütüldüğü deney odası (veya manipülasyon odası).

Deney odasının donanımı, yürütülen bilimsel araştırmanın görev ve koşullarına göre her özel durumda belirlenir.

Karantina bölümü, deney bölümü ve enfekte hayvanlar için izolasyon odası, birbirinden ve vivaryumun diğer tüm odalarından kesinlikle izole edilmiş odalarda bulunmaktadır.

Yukarıda listelenen ana yapısal birimlere ek olarak, vivaryum şunları içermelidir:

a) Her odadan koridora bağımsız erişime sahip, yemi işlemek ve üretmek için iki bitişik odadan oluşan bir yem mutfağı, özel donanımlı sandıkları olan bir kiler (metal veya içi teneke ile kaplanmış) ve yem stoklarını depolamak için buzdolapları,

b) geçiş otoklavı veya kuru ısı odası ile birleştirilmiş 2 odanın dezenfeksiyon ve yıkama bölümü.

Dezenfeksiyon ve yıkama bölümünün işi, işleme giren malzemenin durumuna göre belirlenir. Kafesler, yatak takımları, yemlikler gibi enfekte olan malzemeler önce dezenfekte edildikten sonra mekanik temizlik ve yıkamaya tabi tutulur. Enfeksiyon riski taşımayan malzeme önce mekanik temizliğe tabi tutulur ve ardından (gerekirse) sterilize edilir.

Uygun şekilde organize edilmiş bir vivaryumdaki yıkama odası, lağım suyunu çıkarmak için bir çöp oluğuna ve vivaryuma malzeme ve ekipman taşımak için bir forklifte sahiptir.

Dezenfeksiyon ve yıkama bölümünün yanında kafesler, suluklar, yemlikler vb. içeren bir temiz (yedek) envanter deposu, hizmet odaları ve personel için bir sıhhi ünite (duş odası ve tuvalet) bulunmaktadır.

Mevcut sağlık kurallarına uygun olarak, vivaryum ayrı bir binada veya üst kat laboratuvar binası. Bir laboratuvar binasına bir vivaryum yerleştirilirken, diğer tüm odalardan tamamen izole edilmelidir.

Bölüm 13

(Bakanlık Veteriner Hekimliği Anabilim Dalı Yönetmeliğinden Alıntıdır. Tarım SSCB, 24 Haziran 1971'de onaylandı)

Gerekirse, bulaşıcı veya parazitik bir hastalık veya zehirlenmeden şüpheleniliyorsa, hayvanların (kuşlar, hayvanlar, arılar, balıklar dahil) hastalık veya ölüm nedenini belirleyin veya onaylayın Veteriner hekim(paramedik) ilgili patolojik materyali alıp incelenmek üzere veteriner laboratuvarına göndermekle yükümlüdür.

Materyal alma ve gönderme ile ilgili tüm durumlarda, uzman hayvan hastalıklarıyla mücadele için ilgili talimatların yanı sıra aşağıda belirtilen kurallara göre yönlendirilmelidir.

Bakteriyolojik ve virolojik inceleme için patolojik materyal almak ve göndermek. Patolojik materyal steril aletlerle steril kaplara alınır. Patolojik materyalin alınacağı organın (doku) yüzeyi kesi yerinde alev üzerinde yakılır veya ısıtılmış metal plaka ile dağlanır.

Hayvanın ölümünden sonra, özellikle sıcak mevsimde mümkün olan en kısa sürede patolojik materyal alınır. Ayrışma başladığında, araştırma materyali uygun değildir.

Materyal laboratuvara korunmadan gönderilir. Malzemenin 24-30 saat içinde laboratuvara ulaştırılması mümkün değilse muhafaza edilebilir.

İçin bakteriyolojik araştırma patolojik materyal (organlar veya bunların parçaları), kimyasal olarak saf gliserolün %30 sulu solüsyonunda korunur. Su, 30 dakika kaynatılarak veya otoklavlanarak önceden sterilize edilir. Koruyucu olarak steril vazelin yağı da kullanılabilir. Malzeme, hacminin 4-5 katı miktarda bir koruyucu sıvı ile dökülür.

Virolojik araştırmalar için amaçlanan materyal, fizyolojik salin solüsyonunda %30-50 kimyasal olarak saf gliserol solüsyonunda korunur. salin 120 °C'de otoklavda 30 dakika önceden sterilize edilmiştir.

Küçük hayvan cesetleri (domuzlar, kuzular, buzağılar) ve ayrıca küçük hayvanların cesetleri, geçilmez kaplarda bütün olarak gönderilir.

Tübüler kemikler bozulmamış uçlarla sağlam gönderilir. Önceden, kaslardan ve tendonlardan iyice temizlenirler ve dezenfektan sıvı (% 5 karbolik asit çözeltisi) ile nemlendirilmiş gazlı bez veya bezle sarılırlar. Kemiklere ayrıca sodyum klorür serpilebilir ( sofra tuzu) ve bez veya gazlı bezle sarın.

Bakteriyolojik ve virolojik araştırma içeriğinden kurtulmuş ve uçları bağlanmış. Bağırsakların en karakteristik patolojik değişikliklere sahip kısımları inceleme için gönderilir. %30-40 sulu gliserol çözeltisi veya doymuş sulu sodyum klorür çözeltisi içeren kavanozlara yerleştirilir. Koruyucu sıvının hacmi alınan malzemenin hacmini 5-7 kat arttırmalıdır.

Araştırma için dışkı, parşömen kağıdı ile kaplı steril bardaklara, test tüplerine veya kavanozlara gönderilir. Hayvanların cesetlerinden, her iki ucundan bağlanarak açılmamış bir bağırsak parçası içinde dışkı gönderilebilir. Dışkı, alındıktan sonra en geç 24 saat içinde laboratuvara teslim edilmelidir.

Cilt bölgeleri incelemeye gönderilirken en çok etkilenen kısımlar 10 x 10 cm boyutunda alınır ve steril, hava geçirmez şekilde kapatılmış bir kaba yerleştirilir.

Bakteriyolojik ve virolojik çalışmalar için kan, irin, mukus, idrar, safra ve diğer sıvı patolojik materyaller, sızdırmaz Pasteur pipetlerinde, steril test tüplerinde veya steril kauçuk tıpalarla sıkıca kapatılmış şişelerde gönderilir.

Slaytlar %1-2 sulu soda solüsyonunda 10-15 dakika kaynatılır, ardından iyice yıkanır. Temiz su, kurulayın ve eşit parçalar halinde alınan bir alkol ve eter çözeltisine koyun ve kullanıma kadar burada saklayın.

Kan, kulak kepçesinin damarından veya kulağın tepesinin kenarından, kuşlarda - tepenin yüzeyinden veya koltuk altı damarından alınır. Kan alma yerindeki yün kesilir, cilt pamuklu çubuklarla silinir, önce alkolle, sonra eterle nemlendirilir. Aletler (iğneler, neşter) steril olmalıdır.

İlk kan damlası steril pamuk yünü ile çıkarılır (kanda piroplazmoz için test yapılırken, ilk kan damlası yayma için alındığında bir istisna yapılır) ve bir sonraki serbestçe çıkıntı yapan damla önceden hazırlanmış bir cam slayt üzerine alınır. cam yüzeyindeki damlaya hızlı ve hafifçe dokunarak. Daha sonra bardak bir damla ile hızla açılır ve sol elin parmakları arasında tutulur. yatay pozisyon. Damlanın sol kenarına başka bir slaydın (veya lamel) zemin kenarı ile 45°'lik bir açıyla dokunulur. Damla bu camın kenarı boyunca eşit olarak dağılır dağılmaz, cam slaydın yüzeyi üzerinde soldan sağa doğru 0,5-1 cm kenara getirilmeden hızla gerçekleştirilir. cam slayttan daha dar olmalıdır. Her yeni smear için yeni bir damla kan alınır.

Hazır kan yaymaları sadece havada kurutulur. Soğuk mevsimde, ılık bir odada veya ılık bir sterilizatörün kapağında ısıtılan bardaklarda smear yapılır.

Smear tespit yöntemi çalışmanın amacına bağlıdır.

Düzgün hazırlanmış kan yaymaları ince, düzgün ve yeterli uzunlukta olmalıdır. Kurumuş smear ve baskıların üzerine keskin bir cisimle hayvanın numarasını veya adını ve smearın hazırlandığı tarihi gösteren bir yazı yazılır.

Doku, irin, organ ve çeşitli sekresyonlardan alınan yaymalar, materyalin cam bir lam üzerine steril bir çubukla veya başka bir lam kenarına ince bir tabaka olacak şekilde sürülmesiyle hazırlanır. Yoğun kıvamdaki organ partikülleri, sert nodüller ve viskoz materyal iki cam lam arasına konularak ovulur. Daha sonra camlar yatay yönde zıt yönlerde birbirinden çekilerek ayrılır. Oldukça ince iki vuruş elde edilir. Bazen baskılar yapılır. Bunun için keskin bir bisturi ile kesilen organ parçası cımbızla yakalanır ve parçanın serbest yüzeyi ile cam üzerine birkaç ince baskı yapılır.

Patolojik histolojik inceleme için materyal alınması. Materyal, taze cesetlerden veya ölü hayvanlardan en geç 12'de ve yaz aylarında - ölümden 2-3 saat sonra bu organlardan veya dokulardan alınır. patolojik değişiklikler, yanı sıra ana parankimal organlardan. Patolojik olarak değiştirilmiş organların (dokuların) farklı yerlerinden küçük ince (en fazla 1-2 cm kalınlığında) parçalar kesilir. Dokunun etkilenen bölgeleri ile birlikte komşu normal doku da yakalanır. Bir parçayı keserken dikkate alın mikroskobik yapı belirli bir organın (doku) (yapısı). Yani böbrekten, adrenal bezden parçalar, lenf düğümü her iki katman da düşecek şekilde alın - kortikal ve serebral; beyinden - gri ve beyaz madde; dalaktan - beyaz ve kırmızı hamur; akciğerden - bronşlar ve plevra ile organın parçaları. Kalpten birkaç parça alınır: sağ ve sol karıncık kaslarından, sağ ve sol atriyumdan, papiller kaslardan ve kapakçık bölgesinden. Eksizyon sırasında tüm organlardan kapsülleri de yakalanır. Farklı departmanlardan gastrointestinal sistem 2 x 3 cm'lik küçük parçalar kesilir ve sabitleme sıvısına daldırılmadan önce karton üzerine gerilir ve beyaz ipliklerle dikilir.

Alınan malzeme bir sabitleme sıvısı (%10) içerisine konur. su çözümü hacmi alınan malzemenin hacminin 4-5 katı olan nötr formalin). Soğuk mevsimde nakliye sırasında donmasını önlemek için formalin içinde profillenen malzeme %30-50 gliserin çözeltisi (%10 formalin çözeltisi içinde hazırlanmış), %70 alkol veya doymuş sodyum klorür çözeltisine aktarılır.

Formalin yoksa sabitleme sıvısı olarak %96 kullanılır. etanol veya aseton. Alkol kullanırken parçaların kalınlığı 0,5 cm'yi geçmemelidir Histokimyasal çalışmalar için patolojik materyal Carnoy's sıvısında da fikse edilebilir (mutlak alkol - 60 ml, kloroform - 30 ml ve asetik asit- 10 ml) veya Bouin sıvısında (konsantre pikrik asit - 15 ml, formalin - 5 ml, buzlu asetik asit - 1 ml). Sabitleyici sıvı berraklaşana kadar her gün değiştirilir. Optimum sabitleme sıcaklığı 37°C'dir.

Patolojik malzeme cama veya aşırı durumlarda toprak kaplara sabitlenir.

Organ ve doku parçalarının bulunduğu bir kavanoza, üzerinde hayvanın numarası veya adı ve kime ait olduğu etiket yapıştırılır ve içine hayvanın numarasının yazılı olduğu kalın bir kağıt veya karton parçası indirilir. üzerine basit (kimyasal olmayan) bir kalemle.

Farklı hayvanlardan birkaç araştırma nesnesini, ancak her biri ayrı bir etiketle birlikte gazlı bezle bağlandığında tabaklara yerleştirmek mümkündür.

Patolojik materyalin paketlenmesi ve nakliyesi. Küçük hayvanların karkasları, büyük hayvanların karkas parçaları ve bireysel organlar taze (sabitlenmemiş) bir biçimde, laboratuvara araştırma için yalnızca bir kurye ile gönderilirler. Özellikle bir hastalığa sahip olduğundan şüphelenilen hayvanlardan gelen materyaller bulaşıcı hastalık, enfeksiyöz ajanın taşıma sırasında yayılma olasılığını önlemek için yoğun bir ahşap veya metal kutu içinde dikkatlice paketlenmiştir. Paketlemeden önce, malzeme ile nemlendirilmiş kanvas veya çuval bezine sarılır. dezenfektan solüsyon(fenolik kreolin, lizol, kireç sütü), selofan veya streç filmle sarılmış ve talaş, saman veya talaşla birlikte bir kutuya yerleştirilmiş.

Sabit veya konserve halde posta ile laboratuvara gönderilen organ parçaları, sıvılar hermetik olarak kapatılmış cam kaplara buzlu cam, plastik, kauçuk veya mantar tıpalarla yerleştirilir. Mantar tel veya sicim ile sabitlenir ve kapak sıvı geçirmeyecek şekilde Mendeleev'in macunuyla (sızdırmazlık mumu, katran, parafin veya mum) doldurulur. Mantarlanmış tabaklar, sıkıca kapatılmış, pamuk yünü, kıtık, talaş, talaş veya diğer ambalaj malzemeleriyle sıkıca kapatılmış bir kutuya konur.

Posta veya kurye ile bulaşıcı bir hastalığa sahip olduğundan şüphelenilen hayvanlardan alınan patolojik materyal veya bariz bir şekilde enfekte materyal gönderirken, ambalaj materyalin bozulmamış olarak teslim edilmesini sağlamalı ve bulaşıcı ajanların dağılma olasılığını ortadan kaldırmalıdır. Parselin üst tarafında ön tarafında “Dikkat - cam” ve “Üst” yazıları bulunmalıdır.

Özellikle tehlikeli hastalıkların (özsuyu, şarbon, amfizematöz karbonkül, bruselloz, tularemi, büyük pnömoni sığırlar, sığır vebası, domuz nezlesi, sözde kümes hayvanı vebası, şap hastalığı, kuduz), mühürlenmiş, mühürlenmiş veya mühürlenmiş metal bir kutuya konulmalı ve ardından tahta bir kutuya konmalıdır.

Bu tür bir malzeme kargo ile gönderilirse, cam eşya içine yerleştirilir, hava geçirmez şekilde kapatılır ve ahşap bir kutuya konur.

Zehirlenme şüphesi durumunda patolojik materyal almak ve göndermek. Zehirlenme şüphesi aşağıdaki belirtilere neden olabilir:

a) mide içeriğinin karakteristik kokusu (acı-badem, sarımsak-kloroform vb., kullanılan ilaçların kokusu hariç);

b) mide içeriğinin rengi: sarı (nitrik ve pikrik asitlerden, krom tuzlarından), yeşil, mavi (bakır tuzlarından) veya başka bir renk;

c) midenin kanlı içeriği;

d) mide içeriğindeki şüpheli inklüzyonlar - beyaz süblimat ve striknin kristalleri, çözülmemiş beyaz arsenik kristalleri;

e) şişmiş, genişlemiş, gevşek, kolayca yırtılmış gri-sarı renk vb. mide, böbrekler, kalp mukozası;

e) ilk bölümlerin lezyonları sindirim kanalı (ağız boşluğu, yemek borusu, mide);

g) kanın renginde ve kıvamında değişiklik.

Zehirlenmeden şüpheleniliyorsa ölü hayvanların cesetlerinden alınan materyal kimyasal ve kimyasallar için laboratuvara gönderilir. histolojik çalışmalar. Aynı zamanda zehirlenme kaynağının tespiti için hayvanlara verilen tüm yemler (her türden 1 kg yem) gönderilir. Besleyiciden kalan yemi gönderdiğinizden emin olun.

Kimyasal araştırmalar için aşağıdaki malzemeler ayrı kavanozlarda laboratuvara gönderilir:

a) yemek borusunun bir kısmı ve midenin etkilenen kısmı (0,5 kg miktarında) ve sığır ve küçük sığır ve develerden - yemek borusunun bir kısmı, abomasum ve az miktarda içerik farklı yerler abomasum, yara izi.

Mide ve içindekiler aşağıdaki sırayla alınır.

Muayene sonrası otopside iç organlar yemek borusunu bağlayın ve duodenum mide duvarına yakın (iki bitişik harf) ve aralarında kesin. Mide çıkarılıp küvetlere konur ve ardından açılır. Midenin içeriği önceden karıştırılır (mideden çıkarılmadan) (metal nesneler kullanılamaz), ardından kontamine etmemek için dikkatlice bir kısmını alın;

b) segment ince bağırsak(40 cm uzunluğa kadar) içindekilerle birlikte en çok etkilenen kısımda (0,5 kg'a kadar);

c) içeriğiyle birlikte (0,5 kg'a kadar) en çok etkilenen kısımda kalın bağırsağın bir bölümü (40 cm uzunluğa kadar);

d) karaciğerin bir kısmı (0.5-1 kg) ile safra kesesi(büyük hayvanlardan), bütün karaciğer (küçük hayvanlardan);

e) 0,5 l miktarında idrar;

g) 0,5 kg miktarında iskelet kasları.

Ayrıca, iddia edilen zehirlenmenin özelliklerine bağlı olarak ayrıca şunları da gönderirler:

a) deri yoluyla (enjeksiyon yoluyla) zehirlenme şüphesi durumunda - zehrin bulaştığı iddia edilen bölgeden deri, doku ve kasların bir kısmı;

b) gaz zehirlenmesinden (karbon disülfit vb.) şüpheleniliyorsa - akciğerin en tam kanlı kısmı (0,5 kg miktarında), trakea, kalbin bir kısmı, 200 ml kan, dalağın bir kısmı ve beyin. Küçük hayvanlardan (dahil<9к числе и от птиц) берут органы целиком.

Yerden çıkarılan bir hayvanın cesedini açarken şunları alırlar: 1 kg'a kadar korunmuş iç organlar; 1 kg miktarında iskelet kasları, cesedin altındaki zemin iki ila üç yerden 0,5 kg.

Histolojik inceleme için aşağıdaki organlardan 1 x 3 x 5 cm boyutlarında küçük parçalar gönderin: karaciğer; böbrekler (mutlaka kortikal ve medulla varlığı ile); kalpler; akciğer; dalak; dil; yemek borusu karın; ince ve kalın bağırsak; iskelet kasları; Lenf düğümleri; beyin (beynin yarısı steril bir kavanozda).

Organların etkilenen bölgelerinden ve bunlarla sınırda dokunun etkilenmemiş kısmından parçalar alınır ve% 10 formalin çözeltisine yerleştirilir (1 kısım patolojik materyale göre 10 kısım formalin solüsyonu).

Zirai mücadelede kullanılan maddeler, mineral gübreler, boyalar ile zehirlenme şüphesi varsa 100 ile 1000 gr arasında numune gönderilir.

Zehirlenme şüphesi varsa hasta hayvanlardan şunları gönderirler: kusmuk, tercihen ilk kısımlar; idrar (elde edilen tüm miktar); 0,5 kg miktarında dışkı; özofagus tüpü yoluyla elde edilen mide içeriği; zehirlenmeye neden olabilecek yiyecek ve maddeler.

Zehirli bitkilerin yenmesi sonucu zehirlenme meydana geldiğinden şüpheleniliyorsa, botanik analiz için bitki örnekleri alınır. Bunun için otlatma alanlarındaki çayır veya mera otlarının üzerine iç ölçüsü 1 m2 olan ahşap çerçeve konulur. Çerçevenin içindeki tüm bitkiler kökten kesilir. Ot aynı türden ise, bir çayır veya meranın 1 dekarından 3-5 yerden numune alınır, farklı cins ot ile numune sayısı artırılarak çeşitli bitkilerin daha iyi kaplanması sağlanır ve ortalama numune gönderilir.

Araştırma için alınan şifalı bitki numunesi birkaç saat içinde laboratuvara ulaştırılabilir ise çiğ olarak gönderilir, aksi takdirde numuneler kurutularak kuru olarak teslim edilir. Bitki numuneleri kutu veya hasır sepet içinde gönderilir.

Numuneler bir veteriner uzmanı veya hayvancılık uzmanı tarafından alınır.

Kimyasal araştırma için alınan malzeme yıkanmamalı ve metal nesnelerle bir arada tutulmamalı; temiz,korunmamış olarak gönderilmektedir. Hayvansal menşeli materyal ancak, toplandıktan sonra en geç 3-4 gün içinde laboratuvara teslim edilmesi halinde korunabilir. Malzemeyi korumak için, 1 kısım alkole 2 kısım malzeme oranında rektifiye edilmiş ispirto kullanılır. Aynı zamanda, malzemenin korunduğu bir alkol örneği (en az 50 g) gönderilir.

Kendileri zehir (kloroform) oldukları veya bazı zehirleri (formalin) yok ettikleri için iki koruyucu kullanmak imkansızdır.

Malzemeyi temiz, geniş ağızlı cam veya kil kavanozlara, sıkıca kapatılmış buzlu cam tıpalarla, yoksa temiz, kullanılmamış mantar tıpalarla veya temiz yazı veya mumlu kağıtlarla paketleyin.

Mantarın üstüne, kavanoz temiz kağıtla sarılır, ince bir sicim (veya kalın, güçlü bir iplik) ile bağlanır ve uçları bir mum conta ile kapatılır.

Her kavanoza bir etiket yapıştırılır ve üzerine mürekkeple kavanoza hangi organların ve (ağırlıkça) ne kadar konulduğu, hayvanın türü ve adı, vakanın tarihleri ve hayvanın otopsisi yazılır, hangi zehirlenmeden şüphelenildiğini ve hayvanın kime ait olduğunu belirtin.

Alınan materyal kargo ile hemen laboratuvara gönderilir.

Araştırma için gönderilen materyale eşlik eden belgeleri düzenleme ve gönderme prosedürü. Laboratuvara gönderilen her malzeme için, bu kuralların Ek No. 1'ine uygun olarak, forma uygun olarak ekli bir belge doldurulur.

Kapak mektubu, posta veya kurye ile (malzeme ile aynı anda) kapalı bir zarf içinde gönderilir.

Kapak yazısı şunları belirtir: çalışma materyalinin alındığı hayvanın türü, cinsiyeti ve yaşı, numarası veya takma adı, materyalle birlikte kaç kutu, materyalin hangi çalışmaya gönderildiği, klinikle ilgili kısa bir açıklama işaretler ve patoanatomik değişiklikler.

Gıda numunelerini gönderirken adını, numunenin alındığı tarihi, hangi topraktan olduğunu belirtiniz. Yem bir fabrikadan veya satın alma noktasından alındıysa, hangisinden geldiğini belirtin.

Gerekirse mektuba ek bilgiler eklenir, özellikle hayvana ne tür yardımlar yapıldı, hangi ilaçlar kullanıldı, hayvanlara ne zamandan beri yem verildi vb. Bir balıkçılık rezervuarından malzeme gönderirken, klinik ve epizootolojik veriler belirtilir.

Serolojik veya hematolojik inceleme için planlı olarak gönderilen kan numuneleri (smearlar) için ön yazıya iki nüsha numune listesi eşlik eder.

Patolojik materyale eşlik eden belgenin formu

LABORATUVAR HAYVANLARININ KULLANIMI

BİR TOKSİKOLOJİK DENEYDE

Yönergeler, toksikolojik deneylerde çeşitli laboratuvar hayvanlarını kullanma olasılıklarını analiz eder, ana toksikolojik çalışma türlerini ve bunların uygulanmasında kimyasalların kullanılmasına yönelik yöntemleri sunar; alkol zehirlenmesinin modellenmesi için seçenekler verilmiştir; kronik alkol zehirlenmesi ve beslenme yetersizliğinin birleşik etkilerinin modellenmesinin ilkeleri kanıtlanmıştır.

Metodolojik rehber derlendi,

K.V. Shelygin, d.b.s.

I.A. Tuğla, Doç.

V.Ya. Leontiev, Prof.

A.G. Solovyov.

Rusya Tıp Bilimleri Akademisi Akademisyeni Prof. P.I.'nin editörlüğünde. Sidorov.

İnceleyen: baş. Biyoloji ve İnsan ve Hayvan Ekolojistleri Bölümü, Pomor Eyalet Üniversitesi. Lomonosov, d.b.s., prof. V.A. baraşkov

1. Akut ve kronik toksik etkilerin modellenmesi, klinik toksikolojinin önemli bir alanıdır.

2. Toksikolojik çalışmalarda kullanılan başlıca laboratuvar hayvanları

2.1 Kemirgenler

2.3. büyük memeliler

3. Toksikolojide akut, subakut ve kronik deneyler

4. Zehirli maddelerin veriliş yöntemleri

5. Akut ve kronik alkol zehirlenmesinin modellenmesi

6. Kronik alkol zehirlenmesi ve beslenme yetersizliğinin birleşik etkilerinin modellenmesi

Edebiyat

1. AKUT VE KRONİK TOKSİK MODELLEME

ETKİLER KLİNİK TOKSİKOLOJİNİN ÖNEMLİ BİR YÖNÜDÜR

Modern toksikolojinin ana yönlerinden biri, akut ve kronik toksik etkiler altında vücuttaki patolojik değişikliklerin incelenmesiyle doğrudan ilgilidir.

Laboratuvar hayvanları üzerinde yapılan deneyler, akut ve kronik zehirlenmenin morfofonksiyonel komplikasyonlarının gelişim mekanizmalarını incelemede çok yardımcı olabilir, çünkü doğrudan çalışmalar her zaman mümkün değildir ve bazen etik olarak kabul edilemez. Elbette, klinik toksikoloji hükümlerinin geliştirilmesi çerçevesinde deneysel verilerin insan patolojisine ekstrapolasyonu, hayvanlardaki metabolik süreçlerin bilinen özellikleri, iç organlarının fonksiyonel özellikleri ve bazen önemli farklılıklar nedeniyle biraz dikkat gerektirir. vücudun yapısında. Bununla birlikte, hayvan deneyleri, organlardaki patolojik değişikliklerin dinamiklerini izlememize ve etkili yöntemlerin geliştirilmesi için gerekli bir koşul olan sistemik, organ, hücresel ve hücre altı seviyelerde patolojik süreçlerin gelişimi hakkında fikir edinmemize olanak tanır. çeşitli etiyolojilerin zehirlenmesinin önlenmesi ve tedavisi.

Bir deneyi yürütürken, Uluslararası Tavsiyelere (1993) uygun olarak hayvanlara insancıl muamele ilkelerinin yanı sıra Uluslararası Bilim Komitesi'nin (1978) biyoetik normlarına ve gerekliliklerine uygun olarak yönlendirilmesi gerekir.

Kimyasal bileşiklerin toksik etkilerinin etkilerini modellemenin farklılaştırılmış görevlerine uygun olarak, toksikolojik araştırmalarda en yaygın türler kemirgenler, kuşlar ve büyük memeliler olan çeşitli laboratuvar hayvanları üzerinde deneyler yapılabilir.

2. TEMEL LABORATUVAR HAYVANLARI,

TOKSİKOLOJİK ÇALIŞMALARDA KULLANILIR

2.1. kemirgenler

Kimyasalların toksik etkileri modellenirken en çok kemirgenler (fareler, sıçanlar, kobaylar, tavşanlar) kullanılır.

Albino evcil gri fareler olan beyaz laboratuvar fareleri, kimyasalların toksisitesini belirlemek, farmakolojik preparatların standardizasyonu için kullanılır.

Gine domuzları, beriberi belirtilerinin yanı sıra kimyasalların alerjenitesini incelemek için klasik bir nesnedir. Bu hayvanların izole organları farmakolojik araştırmalarda kullanılmaktadır.

Tavşanlar, yumurtlama döngülerinin özellikleri ve yüksek üreme hızları nedeniyle, toksik maddelerin üreme işlevleri üzerindeki etkilerini tespit etmek için uygundur.

Laboratuvar fareleri (albino siyah ve gri fareler), akut ve kronik zehirlenmenin etkilerinin modellerini geliştirmek için en yaygın deney hayvanı türüdür. Şu anda, 100'den fazla ayrı otobred stok ve inbred laboratuar faresi hattı yetiştirildi. Toksikolojik araştırmalar için en sık kullanılan fareler Wistar, Bio Breeding Sprague-Dawley, C57BL, CFI, C3H ve diğerleridir.Mikroflorası tamamen veya kısmen bilinmeyen geleneksel (outbred) hayvanlar ayrı ayrı izole edilir.

Kimyasal ve biyolojik müstahzarların toksik etkilerini incelemek için farelerin kullanılmasının rahatlığı, bakımlarının basitliği, nispeten küçük bir alana yeterli sayıda hayvan yerleştirme olasılığı, düşük ağırlık, bulaşıcı hastalıklara karşı direnç ve büyük olması ile açıklanmaktadır. verdikleri yavrular. Sıçanların elle düzeltilmesi kolaydır; normal diyet sırasında midenin gıda ile sürekli olarak doldurulması, mukozada kataral değişikliklere neden olmadan intragastrik olarak yeterli dozlarda toksik ajan vermelerine izin verir. Zehirlerin membranotropik etkisini etkileyebilecek hormonal dalgalanmalara sahip olmadıkları için toksikolojik çalışmalarda erkekler tercih edilir; çeşitli toksik maddelere karşı daha az toleransları olduğu için genç hayvanları kullanmak daha uygundur.

Çoğu zaman, toksikolojik deneyler yapılırken tavuklar, ördekler, kazlar ve hindiler kullanılır. Kuşları ayrı olarak tahsis edin - belirli patojenik mikroorganizmalardan arındırılmış (spesifik patojen içermeyen - SPF).

Kuşlar, diğer hayvanlara göre daha yoğun ve daha hızlı olduklarından, kimyasalların metabolik süreçler üzerindeki etkilerinin araştırılması için yararlı bir modeldir. Ancak araştırma yapılırken kuşların vücut yapısının bazı anatomik ve fizyolojik özelliklerinin dikkate alınması gerekmektedir. Bu nedenle, örneğin, ikincisi, toksik ajanların ve bunların metabolitlerinin atılımının temizlenmesini belirlemek için gerekli olan mesanenin yanı sıra ter ve yağ bezlerine sahip değildir. Kuşların kan ve idrarının bileşimi, diğer hayvanların karşılık gelen fizyolojik parametrelerinden önemli ölçüde farklıdır. Memelilerden farklı olarak, kuşların gastrointestinal sistemin yapısında özellikleri vardır, yiyecekleri sindirmek için farklı bir süreçleri vardır. Kuş çalışmalarında, vücut ağırlığındaki değişiklik tatmin edici bir kriterdir.

Toksik maddelerin davranışsal aktivite üzerindeki etkisini incelerken, kuşların reaktivitesinin, üretkenlik derecelerinin yanı sıra yumurta veya et oryantasyonuna ait olmalarına bağlı olduğu dikkate alınmalıdır.

Yetersiz aydınlatma durumunda kuşlar yemliklere ve suluklara yaklaşmazlar, bu nedenle deneyin koşullarına göre yem veya zehirli madde içeren sıvıların tüketimini artırmak gerekirse yapay aydınlatma kullanılır. Deney sırasında kuşların gruplar halinde tutulması tavsiye edilir, çünkü bu durumda daha büyük bir kütleye ulaşırlar ve enfeksiyonlara karşı daha dirençlidirler.

2.3. büyük memeliler.

Büyük memeliler (köpekler, kediler, maymunlar) üzerinde toksikolojik çalışmalar yapılmasının nedeni, iç organlarının ve sistemlerinin yapı ve işleyişinin yanı sıra insanlardaki metabolik süreçlerdeki en büyük benzerliğidir.

Maymunlar, bakımlarının karmaşıklığına rağmen, kimyasalların merkezi sinir sisteminin işlevleri üzerindeki etkisini incelemek için toksikolojik uygulamada kullanılır.

Bir çalışma nesnesi olarak kediler, çoğunlukla akut toksikolojik deneylerde kullanılır. Ayrıca izole organları, kimyasallara maruz kaldıklarında fizyolojik değişiklikleri tespit etmek için kullanılır.

Klinik toksikolojide sıklıkla kullanılan büyük memelilerden biri köpeklerdir. Toksikolojik deneyler yapmak için, ortalama vücut ağırlığı 10-15 kg olan kısa tüylü köpeklerin en uygun olduğu kabul edilir, çünkü safkan ve doğrusal hayvanlar bakımda daha tuhaftır ve kronik deneylerde çok kararsızdır. Hayvanların optimal yaşı 1.5-5 yıldır. Toksikolojik çalışmalar sırasında köpeklerde meydana gelen ana morfofonksiyonel değişikliklerin büyük ölçüde insanlardakilere karşılık geldiği bilinmektedir.

Deney koşulları altında, köpeklerin gelişmiş bir hiyerarşik sisteme, cinsiyet ve bireysel mizaç farklılıklarına sahip yük hayvanları olduğu dikkate alınmalı, bu nedenle köpeklerin ayrı kutulara tek başına yerleştirilmesi önerilir. Köpekler, bazı prosedürlerde kullanılabilen, kısıtlamaların kullanımını sınırlayan, öğrenmesi yeterince kolaydır.

Hayvanlar, geliştirilen diyetlere göre ve deneyin amaçları dikkate alınarak beslenir. Bununla birlikte, köpeklerin gastrointestinal sisteminin büyük miktarlarda bitki besinlerini sindirmeye uygun olmadığı unutulmamalıdır.

3. TOKSİKOLOJİDE AKUT, SUBAKUT VE KRONİK DENEYLER

İncelenen maddelerin toksik özelliklerinin araştırılmasında deney süresinin seçimi, çalışmanın amaçlarına göre belirlenir (tablo 1).

Akut toksikolojik deney, bir maddenin gün içinde kısa aralıklarla (en fazla 6 saat) tek veya tekrarlanan uygulamasından sonra kendini gösteren akut toksisitesini simüle etmek için kullanılır. Akut toksisite çalışmasının amacı, maddenin zararsız, toksik, öldürücü dozlarını, birikme kabiliyetini ve ayrıca hayvan ölüm nedenlerini belirlemektir.

Kronik bir deneyde dozları seçmek için izin verilen maruz kalma koşullarını, optimal günlük dozları belirlemek için bir subakut deney gerçekleştirilir.

Subkronik ve kronik deneylerde maddelerin toksik özelliklerinin incelenmesi, uzun süreli uygulama sırasında zarar verici etkilerinin derecesini belirlemek, neden oldukları hasarın geri döndürülebilirlik seviyesini belirlemek ve ayrıca tanımlamak için yapılır. vücudun toksik etkilere en duyarlı organları ve sistemleri.

tablo 1 Toksikolojik deneyin süresi ve amaçları
deneyin doğası	Süre	deneyin hedefleri
	Tek enjeksiyon;	Ölümcül dozların belirlenmesi, ortalama ölüm zamanı, akut etki eşiği kimyasal maddeler
subakut	2-8 hafta	Kümülasyonun belirlenmesi, alerjik etki, kimyasalların üreme işlevi üzerindeki etkisi
subkronik	13-18 hafta	Havadaki maddelerin MPC'sini oluştururken genel toksik etkinin eşik dozunun belirlenmesi
Kronik	6-12 ay	Su ve gıdadaki maddelerin MPC'sini oluştururken genel toksik etkinin eşik dozunun belirlenmesi
Hayat	1 yıl veya daha fazla	Kimyasalların genel toksik etkisinin eşik dozunun belirlenmesi

4. ZEHİRLİ MADDELERİN BULAŞTIRILMASINA YÖNELİK YÖNTEMLER

Hayvanlarda karakteristik toksik olarak şartlandırılmış patolojik değişiklikler oluşturmak için gönüllü, yarı gönüllü ve zorunlu toksik madde verme yöntemleri kullanılır.

Hayvanlar tarafından tüketilen sıvıların veya kuru yiyeceklerin gönüllü seçimi, bireysel hassasiyet, maddenin metabolik hızı, cins, yaş, barınma koşulları, ek stres faktörlerinin varlığı, çözeltinin konsantrasyonu, gıda katkı maddelerinin varlığı vb. . Bu yöntem vücuda yeterince yüksek ve kararlı dozlarda toksik madde sağlayamaz, bu nedenle yarı istemli ve zorla uygulama modelleri daha etkilidir.

Yarı gönüllü bir yöntemle hayvanlar, tüketilen maddenin miktarını bağımsız olarak düzenleme olanağına sahiptir. Bunlar, özellikle tek sıvı kaynağı olarak test maddesinin bir solüsyonunu sağlama tekniğini içerir.

Zorla uygulama yöntemleri, kanda yüksek bir ajan konsantrasyonuna yol açan ve patolojik değişikliklerin hızlı gelişmesine yol açan büyük bir toksik yük sağlar.

Toksik ilişkili patoloji çalışmasında, gerçek koşullarda meydana gelen toksik madde konsantrasyonlarının modellenmesiyle karakterize edilen yöntemlere özel önem verilir. Bu parametreler, örneğin, deney sırasında hayvanlar tarafından alınan ortalama alkol dozlarının genellikle günde 4-10 g/kg olduğu etanolün intragastrik uygulama yöntemine karşılık gelir.

Maddeleri tanıtmanın inhalasyon yöntemi, hemen hemen her türlü toksik yükü oluşturmanıza izin verir. Aynı zamanda, zehirli maddelerin tohum odasından zorla üflenmesi, önemli miktarda kimyasal bileşen tüketimini gerektirir ve bunların sabit konsantrasyonlarını oluşturmak neredeyse imkansızdır. Hayvanların bulunduğu odaya bir kimyasal maddenin dökülmesine ilişkin mevcut yöntem, akut zehirlenmeyi modellemek için daha uygundur, ancak bu yöntemle, aynı anda birkaç madde ile çalışırken kantitatif toksikolojik kontrol mümkün değildir.

İnhalasyon uygulama yöntemini kullanırken en mantıklı olanı, tohum odasından zorla tahliye için sadece temiz havanın kullanıldığı yöntemdir. Bu durumda, incelenen maddeler, açık alanın alanı hesaplanarak seçilen küçük kaplarda haznenin içine yerleştirilir. Kapları daha dar veya daha geniş olanlarla değiştirerek, miktarı tohumlama sonunda içeriklerinin bir kısmı kaplarda kalacak şekilde alınan kimyasal bileşiklerin buharlaşma hızını değiştirmek mümkündür. . Bu yöntemin kullanımı kolaydır, hassasiyeti yüksektir, doğru bir şekilde sabit bir konsantrasyon oluşturmanıza olanak tanır, kullanılan kimyasallardan önemli ölçüde tasarruf sağlar.

Bir kimyasal bileşiğin konsantrasyonlarının ve dozlarının seçimine, deneyin amaçları ve deney hayvanlarının fizyolojik özellikleri dikkate alınarak karar verilir. Enjekte edilen çözeltilerin miktarının, hayvanların fizyolojik yetenekleri, ağırlığı ve yaşı ile sınırlı olduğu unutulmamalıdır. Bu nedenle, sıçanlarda maksimum uygulama hacimleri intranazal olarak 0,4 ml'ye kadar, rektal olarak - 1 ml, intradermal olarak - 0,04 ml, subkutan olarak - 10 ml, intramüsküler ve intraperitoneal olarak - 5 ml'ye kadar, intravenöz olarak - 6 ml, intrakardiyak - 1 ml, suboksipital - 0.15 ml, intragastrik olarak vücut ağırlığı 100-190 gr - 3 ml, 200-290 gr - 4-5 ml, 250-300 gr - 6 ml, 300 gr veya daha fazla - 8 ml. Köpeklerde maksimum madde hacmi burun içi - 4 ml, deri altı - 20 ml, kas içi - 12 ml, intraperitoneal - 20 ml'dir.

Aynı zamanda, maddelerin hayvanlara uygulanması, anatomilerinin özellikleri ve incelenen maddenin şekli dikkate alınarak gerçekleştirilir. Örneğin, toz haline getirilmiş - farelere ağızdan, bu maddeden ve undan, ekmekten haplar hazırlayarak veya suya veya yeme katılarak verilir.

Madde çözeltilerinin verilmesi, bir kauçuk veya metal sonda kullanılarak ağızdan, bir idrar sondası kullanılarak intranazal olarak rektal olarak gerçekleştirilir. Dermal uygulama, saçın ön olarak alınmasını, çentikler oluşturulmasını ve ardından test maddesinin uygulanmasını içerir. İntradermal enjeksiyonlar, aynı şekilde tüyler alındıktan sonra sırtın arkasına veya karın bölgesine yapılır. Deri altı enjeksiyonlar boyun, sırt veya karın bölgesine yapılır. Kas içinden, posterior femoral kaslara maddeler enjekte edilir. İntraperitoneal enjeksiyonlar karın boşluğunun sol alt kadranına yapılır. İntravenöz maddeler kuyruk damarına veya penisin dorsal damarına enjekte edilir. Maddelerin doğrudan kalbe veya suboksipital ön anestezi uygulanmış sıçanlara verilmesi de mümkündür.

Kuşlara toksik maddelerin verilmesi, bir sonda kullanılarak intragastrik olarak, kanadın kübital veya brakiyal damarına intravenöz olarak, karın boşluğunun sağ alt kadranına intraperitoneal olarak, karın üzerindeki deri yoluyla subkutan olarak veya kuadriseps femoris yoluyla intramüsküler olarak gerçekleştirilir. kas.

Test maddelerinin köpeklere verilmesi, mama, içme suyu ile karıştırılarak veya tablet şeklindeki maddenin hayvanın dilinin arkasına yerleştirilmesiyle zorla gerçekleştirilir. Sıvı maddeler ve çözeltiler bir kaşık veya şırınga ile verilir, ancak mide tüpü kullanmak daha uygundur. Ek olarak, sıvı maddelerin intranazal olarak bir kateter kullanılarak intranazal olarak, rektal olarak, sırtta, uylukta veya oksiputta deri altından, intradermal olarak, kutanöz olarak, kas içinden - uyluk kaslarına, intravenöz olarak - bacak, ayak damarlarına verilmesi mümkündür. önkol, intraperitoneal. Maddelerin suboksipital, intraserebral ve intrakardiyak uygulama yöntemleri vardır, ancak bunların uygulanması teknik zorluklarla ilişkilidir ve hayvanın yaşamını artan bir tehdide maruz bırakır.

Dozların seçiminde yanlılıkla ortaya çıkan maddelerin toksik özelliklerinin deneysel çalışmasında ortaya çıkan zorlukları azaltmak için, bunların değişkenliği, düşük toksik bileşiklerin toksisitesinin deneysel çalışma yöntemi, karşılık gelen dozların tanıtılmasıyla kullanılır. Bilinen maksimum enjekte edilen hacimlerde kimyasal bileşiklerin mümkün olan maksimum seyreltmesine kadar. Çalışılan maddelerin düşük toksisitesini doğrulamak veya çürütmek, farklı sonuçları karşılaştırmak için hayvan ağırlığının kg'ı (g) başına uygulanan maksimum dozu hızlı bir şekilde seçmenize izin verir. araştırmacılar birbirleriyle

5. AKUT VE KRONİK ALKOL ZEHİRLENMESİNİN MODELLENMESİ

Son yıllarda yapılan sosyolojik araştırmalar, çeşitli nüfus grupları arasında hem alkol kötüye kullanımı hem de alkolizm ve bunun komplikasyonlarının sürekli olarak yüksek bir yaygınlığını göstermektedir. Aynı zamanda, epidemiyolojik araştırmalar yürütürken, birçok sosyal faktörün etkisi, alkolizmin çeşitli tezahürlerinin gidişatının istenen bağımlılıklarını tam olarak belirlememize izin vermez. Bu nedenle, klinik narkolojide alkolle ilgili patolojiyi incelemenin yollarından biri, laboratuvar hayvanlarında akut ve kronik alkol zehirlenmesinin belirtilerini modellemektir.

Akut alkol intoksikasyonu modellenirken, tolere edilen maksimum etanol dozları kullanılır. Bu durumda, akut zehirlenmenin komaya kadar gelişmesine eşlik eden patolojik değişiklikler araştırılır.

Kronik alkol zehirlenmesinin modellenmesi, uzun süreli alkol kötüye kullanımı olan insanlardakine benzer karakteristik patolojik değişiklikler elde etmeyi mümkün kılar. Uzun süreli alkol uygulama yöntemlerini uygularken, hayvanların yaşlanmasıyla birlikte etanolün vücuttan atılma hızı yavaşladığından yaş faktörünü dikkate almak gerekir.

Kronik bir deney sırasında hayvanlar tarafından alınan ortalama etil alkol dozları, görevlerine ve örneğin fareler için aralığına bağlıdır - günde vücut ağırlığının kilogramı başına 4-10 g, ancak bazen tolere edilen maksimum dozlar kullanılır - 15-20 gr/kg. Sıçanlarda alkolik viseropatolojinin karakteristik belirtilerini modellemek için en uygun olanı 7 g/kg/gün içindeki dozlardır. %40 etanol, özellikle ? Kronik zehirlenme sürecinde iç organların tipik alkolik lezyonlarının oldukça hızlı gelişmesine neden olan, ancak hayvanların toplu ölümüne eşlik etmeyen DL50. Kronik deneyin süresi, çalışmanın amaçlarına da bağlı olarak 5 gün ile 4 yıl arasında değişmektedir.

6. KRONİK ALKOL ZEHİRLENMESİ VE BESLENME YETMEZLİĞİNİN KOMBİNE ETKİLERİNİN MODELLENMESİ

Bir dizi klinik alkolizm sendromu, yetersiz beslenme (özellikle vitamin ve proteinlerin metabolizması) ve vücudun besin durumundaki değişikliklerle ilişkilidir. Bunun nedeni, bazı durumlarda uzun süreli alkol zehirlenmesine yetersiz beslenme, temel beslenme faktörlerinin bozulmuş emilimi ve metabolizmasının eşlik etmesidir.

Etanolün yüksek kalorili içeriğine ek olarak besin değeri olmaması nedeniyle alkollü içeceklerin sistematik kullanımı ile diyetin yapısı keskin bir dengesizliğe uğrar ve açlık eksikliğine benzer şekilde sıklıkla beslenme yetersizliği görülür. Kronik alkol zehirlenmesinde protein metabolizmasının ihlali ve genel protein eksikliği, oldukça makul bir şekilde, incelenen patolojinin tipik belirtilerinden biri olarak kabul edilir. Protein beslenmesinin bireysel faktörlerinin eksikliği, vitamin metabolizmasında önemli rahatsızlıklara neden olabilir ve bu da iç organların fonksiyonel aktivitesinde bozulmaya yol açar. Bazı vitaminler bireysel işlevleri üzerinde seçici bir etkiye sahip olduğundan, kronik alkolizasyon bu bozuklukları daha da derinleştirir. Ek olarak, eşzamanlı vitamin ve protein eksikliği ile, morfofonksiyonel parametreler, izole edilmiş beslenme yetersizliği formlarının karşılık gelen özelliklerinden farklı olabilir.

Yukarıdaki verilere dayanarak, alkolle ilişkili patolojide önemli bir rol oynayan B vitaminleri ve protein gibi kronik alkol zehirlenmesi ve beslenme yetersizliğinin karmaşık etkilerine ilişkin bir model önerdik.

Bir model oluşturmak için algoritma.

Beslenme dengesizliğinin arka planına karşı deneysel bir kronik alkol zehirlenmesi modeli oluşturma algoritması aşağıdaki bileşenleri içerir:

1. Laboratuar hayvanlarının seçimi ve bakım koşulları

2. Deneysel diyetlerin seçimi, gerekli etanol dozları, veriliş yöntemi ve deneyin süresi

3. Toksik etkilerin şiddetinin değerlendirilmesi.

Laboratuvar hayvanlarının seçimi ve bakım koşulları

Diğer her şey eşit olmak üzere, beslenme dengesizliği arka planına karşı uzun süreli alkolizasyonun modellenmesinde deney hayvanları olarak farelerin kullanılması tercih edilir. Bu tip laboratuvar hayvanlarının seçimi, sıçanlarda alkolün neden olduğu değişikliklerin insanlardakilerle karşılaştırılabilirliğine, bu hayvanların morfolojik ve fizyolojik özelliklerine (etanolden tiksinme olmaması ve etkisine karşı kusma refleksinin olmaması, sabit midenin gıda ile doldurulması), bakımın basitliği ve bunlarla çeşitli prosedürlerin gerçekleştirilme kolaylığı (sabitleme, bir sonda kullanarak maddelerin çözeltilerinin verilmesi, vb.).

Hayvanlar standart vivaryum koşullarında tutulmalı ve yiyecek ve suya ücretsiz erişime sahip olmalıdır. Koprophaji sırasında vitamin alımı olasılığı göz önüne alındığında, sıçanlar kaba ağlı kafeslerde tutulur.

Deneysel diyetlerin seçimi, gerekli etanol dozları, veriliş yöntemi ve deneyin süresi

B vitaminleri ve protein eksikliğinin karmaşık etkisinin en eksiksiz çalışması için, hayvanların aşağıdakileri alan dört çalışma grubuna ayrılması önerilir:

I - azaltılmış B vitamini içeriği

II - azaltılmış protein içeriği

III - azaltılmış protein ve B vitaminleri içeriği

IV - kontrol - vivaryumun olağan diyetinde bulunur.

Örneğin, B6 vitaminini neredeyse tamamen dışlayan bir diyet, vitaminlerden arındırılmış %18-20 kazein, %73-71 sükroz, %4 tuz karışımı, %3 ayçiçek yağı ve %0,2 balık yağı içerir.

Amacı belirli vitaminlerin eksikliğini modellemek olan bir deney yapılırken, hayvanların diğer vitaminlerdeki ihtiyaçlarının mümkün olduğunca doğru bir şekilde karşılanmasını sağlamak gerekir (tablo 2).

Tablo 2 Sıçanların temel ihtiyaçlarını karşılayan günlük vitamin dozları (Yu.M. Ostrovsky, 1979'a göre).
	Günlük doz, mcg
Pantotenat
piridoksin


C vitamini
tokoferol

Hayvanların vücut ağırlığındaki değişiklikle bağlantılı olarak, diyetler Sağlık Bakanlığı'nın 10. 10. 1983 tarihli ve 1179 sayılı RSFSR'nin emrine göre ayarlanmalıdır "Laboratuvar için yem maliyeti standartlarının onaylanması üzerine sağlık kuruluşlarındaki hayvanlar."

Diyetteki protein eksikliğinin modellenmesi, laboratuvar hayvanlarının A.A.'nın yöntemine göre derlenmiş özel diyetlerde tutulmasıyla gerçekleştirilir. Pokrovsky ve ark. (1974).

Sıçanlar üzerinde yapılan kronik deney koşullarında en kabul edilebilir olanı, protein içeriği standart diyete göre 4.6 kat daha az olan deneysel diyettir (tablo 3).

Tablo 3 Düşük protein içeriğine sahip sıçanların günlük diyeti (A.A. Pokrovsky'ye göre, 1974)
İçindekiler		% kalori
Gıda kazeini
Domuz yağı ve ayçiçek yağı karışımı 1:1
Mısır nişastası

Standart ve deneysel diyetler arasında eşit kalori içeriği elde etmek için hesaplanan nişasta miktarı ikincisine eklenir.

Her grupta, hayvanlar en az iki alt gruba ayrılır:

Metal bir gastrik tüp aracılığıyla günlük %40 etanol solüsyonu alınması (7.0 g/kg ağırlık oranında).

Eş hacimde damıtılmış su almak.

Bir etanol ve damıtılmış su çözeltisinin eklenmesi, beslenmeden önce sabahları günlük olarak gerçekleştirilir.

Sıçanlarda alkole bağlı patolojiyi incelemek için deneyin süresi 4 ila 6 haftadır.

Toksik etkilerin şiddetinin değerlendirilmesi

Kimyasalların toksik etkilerinin yeterli bir şekilde değerlendirilmesi için, hayvanların düzenli olarak izlenmesi gereklidir; bu sırada yiyecek ve su tüketimi, dış belirtilerdeki değişiklikler (saç çizgisi, görünür mukoza zarları) ve davranış özellikleri not edilir. Haftada en az bir kez değişikliklerin dinamiklerini incelemek için tartım yapılır, iç organ ve sistemlerin işlevsel durumu, kandaki biyokimyasal ve morfolojik değişiklikler incelenir. Organların ve sistemlerin durumunu değerlendirme yöntemleri, deneyin amaçları dikkate alınarak seçilir, ancak bunlar modern ve yeterince hassas olmalıdır. Bir çalışma yürütürken, hem durumun bütünsel bir değerlendirmesi hem de bireysel organ ve sistemlerin bozulma derecesini belirlemek için en eksiksiz fizyolojik, patomorfolojik, hematolojik ve biyokimyasal test setini kullanmaya çalışmak gerekir.

Beslenme dengesizliğinin arka planına karşı uzun süreli alkol zehirlenmesi geçiren hayvanlarda kaydedilen patolojik değişikliklerin ciddiyet derecesi, bütünsel, biyokimyasal, hematolojik ve patomorfolojik tablo analiz edilerek belirlenir. İç organların durumunun fonksiyonel teşhisini gerçekleştirmek için enstrümantal yöntemler kullanılır - EEG, EKG.

Entegre göstergeler:

* dış belirtilerde değişiklik - 3 günde 1 kez, bir sonraki etanol veya damıtılmış su enjeksiyonundan önce, aşağıdaki şemaya göre kaplama rengi ve saç çizgisindeki değişiklikleri puanlayarak gerçekleştirilir (tablo 4):

Tablo 4 Sıçanların dış belirtilerindeki değişikliklerin ölçeği
	Noktalar veya semboller	Değişimin tanımı


		Saç kaybı
		kirlenmiş
		kirli değil

*aktivite derecesindeki değişiklik - aşağıdaki şemaya göre etanol tohumu veya su yüklemesinden 3 gün önce 1 puan olarak tahmin edilir (tablo 5)

*hayvanların vücut ağırlığındaki değişim - yem ve etanol tohumu eklenmeden önce deneyin her 7 gününde bir tartılarak kaydedilir

* günlük yiyecek ve su alımı; maddelerin atılımı.

Toksikolojik bir deneyde farelerin aktivitesindeki değişikliklerin ölçeği

Noktalar, semboller /+/	aktivite derecesi	Etkinlik Açıklaması
		ölü hayvan
	Koma (hareket eksikliği)	Yanal konum; hareketsizlik; aktif hareket eksikliği; kaslar gevşer; nefes kesilir; ağrıya tepkiler ve sesli olanlar da dahil olmak üzere dokunsal uyaranlara pratikte yoktur.
	Zayıf (minimum)	Temel olarak - yanal konum; istemsiz zayıf aktif hareketler; kaslar gevşer; ağrıya ve dokunsal uyaranlara halsiz tepki, ses - zayıf.
	Pasif	Hayvan engellenir, kafesin etrafında aktif olarak hareket etmez, ancak itildiğinde birkaç adım hareket eder. Pozisyon doğaldır - dört ayak üzerinde; kas tonusunu hissedin. Uyaranlara "kaçıngan" savunma tepkisi, ses tepkisi zayıftır.
	Yavaş (normalin altında)	Pozisyon - dört ayak üzerinde, yavaş aktif hareketler - vücudun dönüşleri ve kafes etrafında küçük hareketler, nadir yutkunma hareketleri. Ağrıya ve dokunsal uyaranlara tepki, sesli ve ısırma girişimleriyle "kaçıngan-savunmacı"dır. Arka bölgedeki deriye elle sabitlerken, deneyi yapan kişinin "bırakması" ile bükülür.
	Normal	Sağlam sıçan. hareketli; aktif hareketler - hareket etme ve "grupta en iyi yeri bulma"; Hafif ağrılı ve dokunsal uyaranlarla kaçınma, keskin sesli ve aktif savunma tepkileri, kaşıma ve ısırma hareketleriyle "uyanık bekleme" duruşu. İyi bir iştah; pençelerle sık "yıkama" hareketleri.

Biyokimyasal ve hematolojik parametreler.

Kanın ana biyokimyasal parametrelerindeki değişiklikler ve kronik alkol zehirlenmesinden en çok etkilenen bir dizi hematolojik parametre incelenmektedir (Tablo 6).

Tablo 6 Toksikolojik bir deneyde sıçanların biyokimyasal ve hematolojik parametreleri
çalışmanın amacı	Araştırılan göstergeler
Serum	aspartat aminotransferaz, alanin aminotransferaz, kreatinin fosfokinaz, gama-glutamil transferaz toplam protein, protein fraksiyonları kreatinin üre
Kanın şekillendirilmiş elementleri	kırmızı kan hücresi sayımı hematokrit renk göstergesi Retikülosit sayısı eritrositlerin ortalama ömrü lökosit formülü

Histolojik materyalin hazırlanması.

Kronik alkol zehirlenmesinin ana "hedef organları" - kalp, karaciğer, böbrekler, beyin - histolojik incelemeye tabi tutulur. Analizin kalitesinin büyük ölçüde malzemenin hazırlanmasına, özellikle incelenen nesnelerin sabitlenmesine bağlı olduğu unutulmamalıdır. Tespit için %10 formalin solüsyonu veya Bouin solüsyonu kullanılması önerilir. Bu durumda, Bouin'in çözümü tercih edilir, çünkü bu durumda, uzun süreli alkol zehirlenmesinin özelliği olan organların mikro yapısındaki değişiklikler çok daha iyi ortaya çıkar, yani:

1) karaciğerde - sitoplazmanın yapısı daha açık bir şekilde izlenir (vakuolizasyon, "parke taşı" - lobüllerin içindeki hücrelerin sitoplazmasının lekelenmesinin heterojenliği), hemokapillerlerin merkezi damarlarının kan dolumundaki değişikliklerin özellikleri;

2) böbreklerde - tübüllerin epitel astarının morfolojisinde, sitoplazmik yapıların heterojenlikleri, apikal kısımların özellikle sık lezyonu ile daha net bir şekilde yansıtılır;

3) akciğerlerde - bağ dokusu interalveolar septada, hafif bir sitoplazmaya sahip hipertrofik hücreler çok daha net bir şekilde tespit edilir ve bunların bir kısmı poliploid hale gelir. Daha sıklıkla, hücreleri alveollerin lümenine pul pul dökülen alveoler epitelyumda değişiklikler vardır;

4) dalakta - retiküler hücrelerin yapısı, eritrositlerin daha büyük bir yıkımının olduğu kırmızı pulpa sinüsleri daha iyi kendini gösterir.

Bu nedenle, beslenme dengesizliğinin arka planına karşı alkole bağlı patoloji modelinin kullanılması, alkol kötüye kullanımı olan insanlarda olduğu gibi, iç organlarda ve sistemlerde en geniş değişiklik yelpazesinin deneysel koşulları altında çalışmayı içerir. Patomorfolojik tablonun ana integral, biyokimyasal, hematolojik parametrelerini ve özelliklerini değerlendirme sistemi, çalışmanın tüm süresi boyunca patolojik değişikliklerin doğasını ve derecesini kontrol etmeyi mümkün kılar.

EDEBİYAT

1. Berzinya N.İ. Deneydeki kuşlar // Laboratuvar hayvanları. - 1995. - V. - No.2. - S.99-113.

2. Hayvan deneylerinin düzenlenmesi - etik, mevzuat, alternatifler. / Ed. N. A. Gorbunova. - M., 1998.

5. Myalenkova I.Yu. Laboratuvar köpeği // Laboratuvar hayvanları. - 1994. -IV. - 4 numara. – S.234-246

6. Gerekli V.P. Alkol içeren sıvıların ve alkollü içeceklerin toksisitesini değerlendirmenin metodolojik yönleri // Toksikolojik Bülten. - 1999. - 4 numara. - C2-10.

7. Ostrovsky Yu.M. Deneysel vitaminoloji. - Minsk, 1979. - 450'ler.

8. Pokrovsky A.A. ve diğerleri, Deneyde protein eksikliği durumunda dokulardaki serbest amino asitlerin içeriği ile kan plazması arasındaki ilişki üzerine // Beslenme Sorunları - 1974. - No. 1. - S.8-15.

9. Laboratuvar Hayvanlarının Deneysel Araştırmalarda Kullanımına İlişkin Uluslararası Bilim Komitesi Gereksinimleri // ICLAS Bülteni. - 1978. - Sayı 24. - S. 4-5.

10. Shtefel V.O. Toksikolojik ve hijyenik çalışmalarda zehirlenmeleri modellerken maruz kalma zamanlaması üzerine // Hijyen ve Sanitasyon. - 1996. - 8 numara. - S.70-72.

11. Sos J ve diğ., Hayvan deneyleri için diyetler. – Budapeşte, 1974.

Toksikolojik bir deney için küçük bir öneme sahip olan, deney hayvanlarını tutma koşullarıdır. Hayvanları strese sokan koşullar altında tutmak (bir kalem kutusunda tek başına tutmak, fizyolojik olmayan bir pozisyonda kabaca sabitlemek) toksisitenin artmasına neden olur. Diyet değişiklikleri de toksisite oranlarını etkiler.

Toksikolojik laboratuvarlarda deneysel çalışmalar için, albino siyah (Rattus rattus) ve gri (Pasyuk - Rattus norvegicus) fareleri olan Wistar fareleri veya beyaz ırktan olmayan fareler ile albino ev fareleri (Mus musculus) olan beyaz fareler kullanılır. Hem fareler hem de fareler, fare ailesi (Muridae) olan aynı kemirgen düzenine (Rodentia) aittir.

Laboratuvar hayvanı olarak beyaz farelerin önemli bir avantajı bulaşıcı hastalıklara karşı oldukça dirençli olmaları ve iri yavru vermeleridir.

Beyaz fareler, iyi havalandırma, yeterli aydınlatma ve tek tip sıcaklık - 20-22 * C olan odalarda tutulur. Laboratuar fareleri soğuğa iyi tahammül etmez. Tesislerdeki nem% 40-45'i geçmemelidir.

Hayvanlar için yatak olarak büyük talaş, ezilmiş turba veya kıyılmış saman veya kağıt, paçavralar kullanılır. Kafesler uygun şekilde temiz tutulur. Her zaman kuru, temiz ve iyi havalandırılmış olmalıdırlar. İçlerinde idrar ve dışkı birikmesine izin vermeyin.

Günlük temizliğin yanı sıra ayda bir I-2 kez kafesler iyice yıkanır ve dezenfekte edilir. Hücreleri kaynar su, %5-10'luk sıcak bir kostik alkali çözeltisi veya çamaşır suyu, kreolin, süblime, formalin vb. gibi antimikrobiyal maddelerle dezenfekte etmek en iyisidir.

Sıçanlar omnivordur, bu nedenle diyetlerini yalnızca bitki besinleriyle sınırlamamalısınız. Yeterli miktarda hayvansal ürün (süt, et, et ve kemik unu), mineral ve vitamin almayan sıçanların büyümesi durur.

Yetişkin bir sıçanın günlük yiyecek ihtiyacı ortalama 30-32 g'dır, bunun 25 g'ı karışık yiyecek ve 5-7 g'ı sebzedir.

Sıçanlar genellikle günde iki kez beslenir. Sıçanlar gece hayvanları oldukları ve geceleri yedikleri için, yemeğin ana kısmı akşam saat 20.00 civarında verilmelidir. İçme suyu temiz ve taze olmalıdır, kaynamış su kullanılması tavsiye edilir. Suyu kademeli olarak sütle değiştirmek de gereklidir, aksi takdirde hayvanlar yemek yemeyi reddeder ve hastalanır.

farelerin sıcaklık bozukluklarına, yiyecek değişikliklerine ve bulaşıcı hastalıklara (özellikle salmonelloz) karşı daha duyarlı olduğu. Farelerde, sıçanlardan çok daha büyük ölçüde, gruptaki "sosyal" bir hiyerarşi ortaya çıkar - bir liderlik mücadelesi, bunun sonucunda E hücrelerinde farelerin bileşiminin değiştirilmesi önerilmez.

Yetişkin bir farenin günlük yem ihtiyacı ortalama 9.5-10 gr karışık yem ve 1-2 gr sebze E'dir.

Konu 4. Teşhis çalışmalarında laboratuvar hayvanlarının kullanımı. Laboratuvar hayvanlarının virolojide kullanım amaçları

Bir sonraki ders için ödev

dersi özetlemek

Görevler

1. Preparasyonları ışık mikroskobu altında bulun ve çizin:

a) sitoplazmik inklüzyon cisimcikleri;

b) intranükleer inklüzyon cisimcikleri;

c) Morozov'a göre boyanmış çiçek virüsü virionları.

2. Bir elektron mikroskobunun cihazı ve çalışma prensibi hakkında bilgi edinin.

3. Farklı virüslerin viryonlarının elektron mikrograflarının kodunu çözün (şematik çizimlerini verin).

Öğrencilerin bağımsız çalışması

Öğrenciler ışık, lüminesans ve elektron mikroskopları (laboratuvarda) ile tanışırlar, elektron mikroskobunun yapısının bir diyagramını çizerler. Elektron mikroskobu için hazırlıkların hazırlanması ile tanışın. Bitmiş ürünü bir floresan mikroskopta görüntüleyin. Doğrudan ve dolaylı RIF yönteminin bir diyagramını çizin.

Kontrol soruları:

1. Elektron mikroskobunun cihazı.

2. Elektron mikroskobunda inceleme için müstahzarları hazırlama yöntemleri.

3. Floresan mikroskopi (RIF) direkt ve indirekt yöntemler.

4. Virolojik çalışmalarda elektron ve lüminesan mikroskopinin önemi.

dersin amacı:öğrencileri laboratuvar hayvanlarının türleri, karantinaları, bakımları, beslenmeleri, etiketlenmeleri ile ilgili gereklilikler konusunda bilgilendirmek.

Ekipman ve malzemeler: sterilizatörde bir takım araçlar (makas, iğneler, şırıngalar, cımbız, forseps), laboratuvar hayvanları, boyaları, eter, ksilen, multimedya ekipmanını, posterleri ve sunumları etiketlemek için alkollü pamuklu çubuklar MS Ofis PowerPoint'i dersin konusu hakkında.

Öğretmenin açıklaması: Farklı taksonomik gruplara ait çoğu virüs, farklı tür veya yaştaki laboratuar hayvanları için patojenite bazında birbirinden ayırt edilebilir.

4.1 Laboratuvar hayvanı türleri. Virolojik laboratuvarlarda en yaygın kullanılanlar fareler, beyaz sıçanlar, tavşanlar, kobaylar, hamsterler ve tavuklardır. İnfluenza, alfa ve flavivirüs enfeksiyonları, şap hastalığı (yenidoğan farelerde) vb.Genç farelerde deneysel olarak ürerler.Birçok virüse karşı hassastırlar, üremesi kolaydır ve birlikte çalışmaya elverişlidirler. Belirli bir virüse neredeyse eşit tepki verdikleri için, kendilenmiş hatlardan fareler kullanmak daha iyidir. Sıçanlar da kendi içinde kendilenmiş hatlar oluşturur, ancak bu hayvanlar bazı viral enfeksiyonlara farelerden daha dirençlidir. Bazı virüslerin onkojenitesi, altın hamsterlarda geniş çapta incelenmiştir. Virolojik deneyler için genellikle 250-300 g ağırlığındaki düz saçlı kobaylar kullanılır.

Bir enfeksiyon bazen, belirli bir virüse karşı farklı duyarlılığa sahip birkaç türden hayvanlarda incelenir; bu, hastalığın klinik olarak benzer semptomlarına (örneğin, şap hastalığı, veziküler stomatit, veziküler ekzantem ve veziküler ekzantem) neden olan virüsleri ayırt etmeyi mümkün kılar. domuz hastalığı).

Laboratuvar hayvanları genetik özelliklerine göre dört gruba ayrılır:

1) farklı yetiştiricilerden elde edilen karışık kökenli hayvanlar, bu tür hayvanlar heterojendir;

2) doğrudan aynı kaynaktan elde edilen hayvanlar, ancak bu tür hayvanlar genetik olarak değişkendir;

3) kendilenmiş hayvan soyları. Bir erkek kardeşin bir kız kardeşle veya en az 20 kuşaktan çocukları olan bir ebeveynin çiftleştirilmesiyle elde edilirler. Bu üreme yöntemiyle, giderek artan derecede homozigotluk elde edilir.

4) homojen hibritler Fı . Her hibritin yüksek derecede heterozigotluk özelliği, burada ebeveyn soylarının homozigotluk derecesine karşılık gelen genetik tekdüzelik ile ilişkilidir. Kural olarak, tek biçimli F 1 hibritleri, her iki ebeveyn hattından daha az değişkendir. Hayvanlar-mutantlar, normal formdan gözle görülür bir sapmaya neden olan, ayrı olarak ifade edilen bir kalıtsal faktöre sahiptir.

Laboratuvar hayvanlarında virüs izolasyonunun olumsuz yanı, latent virüs taşıyıcısının aktivasyonuna bağlı olarak teşhis hataları olasılığıdır. Bu durumda, malzemenin sokulmasından sonra hastalık semptomlarının gelişmesi, tanıtılan virüsün etkisinin bir sonucu değil, vücuttaki önceki dengeyi bozan prosedürün kendisinin sonucudur. Bu sırada vücutta uzun süre kalan bir virüs veya başka bir bulaşıcı ajan ortaya çıkar. Bu, keskin nörolojik semptomlarla ifade edilir (vücudun uzun ekseni boyunca döner).

Gizli bir viral enfeksiyonun varlığı, enterferans fenomeni nedeniyle hayvanların incelenen virüse duyarlılığının azalması veya kaybolması ile de ifade edilebilir. Ters etki de mümkündür, yani bazen doğru bir şekilde yorumlanması zor sonuçlar veren virüslerin etkisindeki sinerjizm olgusu.

Bazı virolojik çalışmalar için, örneğin, bilinmeyen patojenik özelliklere sahip bir virüsü izole ederken, gnotobiotes kullanmak gereklidir. "Gnotobiyotlar" terimi, iki hayvan kategorisini birleştirir: mikrobiyal olmayan (steril), herhangi bir canlı mikrop içermeyen ve gnotoforlar - bir (monognotofor), iki (dignotofor) veya daha fazla (polignotofor) mikroorganizmanın taşıyıcıları. Şu anda mikrobik olmayan hayvanlar, büyüme dinamiklerine göre üç gruba ayrılıyor: I - maymunlar, domuz yavruları, tavuklar sıradan hayvanlardan daha iyi veya onlarla aynı seviyede büyüyor; II - fareler, fareler, köpekler, kediler sıradan hayvanlarla aynı seviyede büyür; III - kobaylar, tavşanlar, oğlaklar, kuzular sıradan hayvanlardan daha kötü büyür.

Kısır kuşlar, yumurtaların steril bir inkübatörde steril bir kabukla inkübe edilmesiyle, laboratuvar hayvanlarında - sezaryen veya histerektomi ile elde edilir. Hayvanları steril izolasyon odalarında tutun. Hava, su ve yem steril olmalıdır.

Gnotobiyotlar arasında özellikle önemli olan, yalnızca patojenik mikroorganizmalardan ari olan SPF hayvanlarıdır (Spesifik patojen içermez). Vücutlarında, normal yaşam için gerekli olan ve birlikte sözde yerleşik (faydalı) bir mikroflora grubu oluşturan tüm bakteri ve virüsler vardır. Şu anda laboratuvar SPF hayvanları elde edilmiştir - fareler, kobaylar, tavşanlar, domuz yavruları, kuşlar, vb.

4.2 Laboratuvar hayvanlarının kullanım amaçları.Şu anda, laboratuvar hayvanları virolojide şu amaçlarla kullanılmaktadır:

- patolojik materyalde virüsün saptanması;

- virüsün patolojik materyalden birincil izolasyonu;

- viral kütlenin birikmesi;

– virüsün laboratuvarda aktif durumda tutulması;

– virüs titrasyonu;

- hiperimmün serumların elde edilmesi;

– nötralizasyon reaksiyonunda bir test nesnesi olarak.

Virolojide tavşanlar, kobaylar, beyaz fareler, beyaz fareler, altın hamsterler kullanılır. Ancak bu türlerin hayvanlarında sadece bazı virüsler üretilebilir. Çoğu durumda, bu virüse duyarlı diğer hayvanlar aynı amaçlar için kullanılır: tavuklar, güvercinler, kedi yavruları, köpek yavruları vb. güvenilir tahviller.

4.3 Laboratuvar hayvanları için gereklilikler. Virolojik çalışmalar için hayvan gruplarını tamamlarken aşağıdaki gereksinimler karşılanmalıdır:

- hayvan bu virüse duyarlı olmalıdır;

- Yaşı birçok virüsün üremesi için büyük önem taşımaktadır. Çoğu virüs, genç ve hatta yeni doğmuş hayvanların vücudunda daha iyi çoğalır. Örneğin, emziren fareler, kuduz ve şap hastalığı için biyoanalizler için kullanılır ve tavuklar, kuş laringotrasit için kullanılır. Ancak aynı zamanda, yetişkin tavşanların Aujeszky hastalığı virüsü ile enfeksiyonu, hastalığın çarpıcı ve spesifik klinik belirtilerinin ortaya çıkmasına yol açar;

- standart hassasiyet, belirli bir yaştaki ve aynı ağırlıktaki hayvanların seçilmesiyle elde edilir;

– laboratuvar hayvanları sağlıklı olmalıdır. Viroloji laboratuvarının vivaryumuna giren hayvanlar bulaşıcı hastalıklardan ari bir çiftlikten getirilmelidir. Tecritte, yani karantinada tutulurlar (14 gün beyaz fareler ve sıçanlar ve 21 gün diğer hayvanlar). Bu süre zarfında hayvanlar günlük olarak izlenir. Bulaşıcı bir hastalıktan şüpheleniliyorsa, hayvanlar laboratuvar testlerine tabi tutulur. Hayvanlar arasında bulaşıcı bir hastalık tespit edilirse, gelen partinin tamamı imha edilir.

4.4 Laboratuvar hayvanlarının bakımı. Laboratuar hayvanları için bir vivaryumda ana hayvan odası, yıkama odası (kutusu, kurutma ve sterilizasyon tesisleri ile birlikte), gıda hazırlama için donatılmış en az bir masası olan bir gıda hazırlama mutfağı ve çabuk bozulan ürünler için bir buzdolabı, kiler, ameliyathane, vestiyer ve personel için sıhhi tesisler. Tesis temiz olmalıdır. Duvarlar ve zeminler kolayca dezenfekte edilebilir. Yiyecek stokları özel odalarda saklanmalıdır. Deney hayvanlarının barındırıldığı yerlerde higrometre ve termometre bulundurulması istenmektedir.

Deney sırasında fare, sıçan, hamster ve kobayların kapağı tel örgü veya delikli sacdan yapılmış cam kavanozlarda muhafaza edilmesi önerilir. Bu, onlara göz kulak olmayı kolaylaştırır ve kavanozların temizlenmesi ve dezenfekte edilmesi kolaydır. Hayvanları dezenfekte edilmesi de kolay olan metal kafeslerde tutabilirsiniz.

Yatak takımı olarak nemi emen ve hayvanlar tarafından yuva yapmak için kullanılabilen malzemeler kullanılır: fareler, sıçanlar, hamsterler, kobaylar, gelincikler, tavuklar için talaş; büyük fareler, sıçanlar, hamsterler, gelincikler, tavuklar için talaş; hamster, kobay, tavşan, köpek, tavuk için saman; fareler, sıçanlar için saman; fareler, sıçanlar, hamsterler, gelincikler, tavuklar için saman; tavuk kumu. Mümkün olduğu kadar az toz üreten yatak örtüleri kullanılmalıdır, çünkü ikincisi solunum yolu hastalıklarına yol açabilir. Herhangi bir yatak takımı 100°C'de 30 dakika önceden sterilize edilmelidir.

Laboratuvar hayvanları için odalar, özellikle yeni bir grup hayvan yerleştirilmeden önce periyodik olarak dezenfekte edilir. Bu aynı zamanda tesislerden gübre ve çeşitli atıklarla temas eden hayvan bakım ürünleri (kürekler, kazıyıcılar, salkımlar vb.) için de geçerlidir. Her deneyin bitiminden sonra hücreler, hem hücrelerin hem de odanın temizlenmesinden önce yapılması gereken dezenfektan solüsyonlarla muamele edilmelidir.

Yiyecek ve su için bulaşıklar günlük olarak dezenfektan solüsyonla nemlendirilir, ardından yıkanır ve temiz su ile durulanır. Binalar, gün boyunca kullanılan% 1 sodyum hidroksit çözeltisi ile işlenir. Dezkovriki, her 2 günde bir taze solüsyonla emprenye edildi. Bakım maddelerinin dezenfeksiyonu, yerlerin ve bulaşıkların yıkanması için 2 saat içinde uygulanması gereken% 3'lük bir kloramin çözeltisi kullanılması tavsiye edilir Vivaryumda zararlıları yok etmek gerekir: sinekler, sivrisinekler, pireler, kurtlar, keneler, bitler, karıncalar, fareler, sıçanlar.

Laboratuvar hayvanları, bir yandan tüm vücut sistemlerinin fizyolojik norm içinde çalışmasını sağlayacak, diğer yandan karşılıklı yeniden enfeksiyon ve enfeksiyonun vivaryum dışına yayılmasını engelleyecek şekilde yerleştirilir. Hayvanlar, ışık ve sıcaklık için fizyolojik ihtiyaçları dikkate alınarak bir vivaryumda tutulur. Bu nedenle fareler, sıçanlar alacakaranlığa ve yaklaşık 20 ° C'lik bir hava sıcaklığına, kobaylar, tavşanlar ve tavuklar sırasıyla 16–23, 14–18 aralığında ve 0 ° C'den düşük olmayan gün ışığına ve sıcaklıklara ihtiyaç duyar. Stoklama yoğunluğu, kafes tabanının 1 cm2'si başına laboratuvar hayvanlarının kütlesinin yaklaşık 1 gramı olmalıdır. Hayvanlara düzenli ve eksiksiz beslenme ve sürekli içme suyu sağlanır.

Sadece bir vivaryum varsa, enfekte hayvanlar sağlıklı olanlardan ayrı tutulur ve temizlik ve beslenme ikincisinden başlar. Enfekte hayvanların bakımı için ayrı ekipman ve yemlikler kullanılır. İki vivaryuma sahip olmak daha iyidir: sağlıklı ve enfekte hayvanları tutmak için.

Vivaryumda çalışırken görevliler tulum kullanır: sabahlık, lastik eldiven, önlük ve su geçirmez ayakkabılar. Vivaryumda envanter günlük olarak dezenfekte edilmekte ve dezenfektanlar kullanılarak ıslak temizlik yapılmaktadır. Deney sonunda hücreler dezenfekte ediliyor, ölü hayvanlar fırınlarda yakılarak veya otoklavlanarak nötralize ediliyor.

Deney grubunda aynı ağırlık, vücut ısısı, kan bileşimi vb. hayvanlar seçilir.Virüsün izolasyon, titrasyon ve pasaj başarısı büyük ölçüde buna bağlıdır. Bu, hayvanların çeşitli virüslere karşı duyarlılığını hesaba katar. Seçilen hayvanlar etiketlenir, kavanozlara veya kafeslere dağıtılır, deneyin tarihi, sayısı, ilacın bulaşıcı veya profilaktik dozu ve gerekirse hayvanların nasıl etiketlendiği not edilir. İkincisi, birkaç grubun hayvanları aynı kavanozda veya kafeste olduğunda önemlidir.

tablo 1

Farklı yaşlarda hayvanların ağırlıkları

Paylaşmak: